Archiv für Tierernährung: Band 13, Heft 4 [Reprint 2021 ed.] 9783112524565, 9783112524558

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ARCHIV FÜR TIERERNÄHRUNG BEGRÜNDET

VON

ERNST M A N G O L D HERAUSGEGEBEN

VON

A N D R E A S H O C K und H A N S B E R G N E R UNTER MITWIRKUNG

VON

K. B r e i t e m , Vollebekk • J. B r ü g g e m a n n , München J. K i e l a n o w s k i , Warschau • W. L e n k e i t , Göttingen K. N e h r i n g , Rostock • H. T a n g l , Budapest G r e t e T h o r b e k , Kopenhagen • M. F. T o m m e , Moskau W. W ö h l b i e r , Stuttgart-Hohenheim

13. BAND Ausgegeben am 2. 9.1963

HEFT

4

AKADEMIE-VERLAG

• BERLIN

A R C H I V FÜR T I E R E R N Ä H R U N G • 13. B A N D NR.4 . S. 2 1 5 - 2 6 0 • B E R L I N • i . J U N I 196}

INHALT M. Becher, H. Hausberg, S. Harnisch und E.

Clemens:

Untersuchungen über Pektinstoffe als Bestandteile von Futtermitteln S. Sandev und D.

215

Chobanov:

Vereinfachte chromatographische Bestimmung der organischen Säuren in Gärfuttern 229 W. Jentsch und R. Schiemann:

Die Verwertung reiner Nährstoffe, 5. Mitteilung, Versuche mit Nährstoffgemischen an Kaninchen und Ratten 235 J. Schröder und H.-D.

Bock:

Bericht über die von. der Forschungsgemeinschaft „Eiweiß in der Tierernährung" durchgeführten Enqueten über die Methoden zur Bestimmung der Aminosäurenzusammensetzung und der biologischen Wertigkeit von Futterproblemen . . . . 241 G.

Sternkopf:

Über Calcium-Phosphor-Bilanzen an Kaninchen bei Fütterung mit Luzerne und Rotklee 247 H.

Liebenow:

Nitrate und Nitrite in ihrer Beziehung zu Mensch und Tier, 1. Mitteilung

. . . .

255

Zur Veröffentlichung werden angenommen: O r i g i n a l m a n u s k r i p t e , die in aaderen Zeitschriften noch nicht veröffentlicht worden sind und in gleicher Form auch nicht in anderen Zeitschriften erscheinen werden. Der Umfang soll höchstens 1 Druckbogen (16 Druckseiten) betragen. Bei umfangreicheren Manuskripten müssen besondere Vereinbarungen mit den Herausgebern und dem Verlag getroffen werden. K u r z e O r i g i n a l m i t t e i l u n g e n über wesentliche, neue Forschungsergebnisse. Umfang im allgemeinen höchstens 1 Druckseite. Kurze Originalmitteilungen werden beschleunigt veröffentlicht. K r i t i s c h e S a m m e l b e r i c h t e nach Vereinbarung mit den Herausgebern. Manuskriptsendungen sind zu richten an die Herausgeber, Prof. Dr. Andreas Hock und Dr. Hans Bergner, Institut für Tierernährungslehre der Landwirtschaftlich-Gärtnerischen Fakultät der Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin N 4, Invalidenstraße 42. Die Verfasser werden gebeten, ihre Manuskripte zweizeilig mit Schreibmaschine geschrieben, druckfertig einzureichen. Das Institut, aus dem die Arbeit stammt, wird mit dem Namen der Autoren im Titel der Arbeit vermerkt. Wünscht der Autor eine andere Anschrift, so kann sie in einer Fußnote angegeben werden. Am Schluß des Manuskripts soll der Autor seine Ergebnisse diskutieren und kurz zusammenfassen. Im Manuskript sind Autorennamen einfach zu unterstreichen. Kursivschrift bitten wir zu unterwellen. Kleindruck wird durch einen senkrechten Strich am Rand gekennzeichnet. Literaturangaben erfolgen im Text mit dem Namen des Autors und dem Jahr der Veröffentlichung, bei mehreren Arbeiten im gleichen Jahr zusätzlich mit a, b, c usw. in der Reihenfolge, wie die Arbeiten im Literaturverzeichnis angeordnet sind, z.B.Meyer (1958a). Im Literaturverzeichnis werden die Arbeiten, alphabetisch nach dem Namen des ersten Autors geordnet, in folgender Weise zitiert: Name, Vorname des Autors (bei Frauen ein Vorname ausgeschrieben), Zeitschrift, Band, Seitenzahl, Jahreszahl. Abbildungen sind auf das unbedingt Notwendige zu beschränken und dem Manuskript gesondert beizufügen. Hinweislinien, Buchstaben usw. sind nur mit Bleistift einzutragen. Bei Fotografien soll hierfür ein Deckblatt verwendet werden. Der Text zu den Abbildungen wird auf einem besonderen Blatt zusammengestellt. Die Verfasser erhalten von ihren Beiträgen 50 Sonderdrucke kostenlos. Darüber hinaus können bis zu 100 Sonderdrucke gegen Berechnung bezogen werden. Wir bitten, Bestellungen bei Rückgabe der Korrekturfahnen zu übergeben.

Das Archiv für Tierernährung erscheint jährlich in einem Band zu sechs Heften. Herausgeber: Prof. Dr. Andreas Hock und Dr. Hans Bergner, Institut für Tierernährungslehre der Landwirtschaftlich-Gärtnerischen Fakultät der Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin N 4, Invalidenstraße 42, Tel.: 42 00 18. Verlag: Akademie-Verlag GmbH, Berlin W 8 , Leipziger Straße 3 - 4 , Tel.: 22 04 41, Telex-Nr.: 011773, Postscheckkonto: Berlin 350 21. Bestellnummer dieses Heftes: 1010/XÜI/4. Bezugspreis je Heft D M 8,50 zuzüglich Porto und Versandkosten. Alle Rechte vorbehalten. Nachdruck, auch auszugsweise, ist nur mit Genehmigung des Verlages gestattet. Veröffentlicht unter der Lizenznummer 1274 des Presseamtes beim Vorsitzenden des Ministerrates der Deutschen Demokratischen Republik. Gesamtherstellung: Druckhaus „Maxim Gorki", Altenburg.

215 Aus dem Institut für Tierphysiologie und Tierernährungslehre der Universität Kiel (Direktor: Prof. Dr. MAX BECKER)

M . BECKER, H . H A U S B E R G , S . HARNISCH u n d E . CLEMENS

Untersuchungen über Pektinstoffe als Bestandteile von Futtermitteln Die Bestimmung der Pektinstoffe im Rahmen der Analysen auf einzelne Kohlehydrate Die Stoffgruppe der Kohlenhydrate, die in den meisten Nahrungs- und Futtermitteln pflanzlicher Herkunft den Hauptanteil an der organischen Substanz darstellt, ist analytisch bisher nur unvollkommen zu bestimmen. Seit Generationen kennt und bedauert man die Unzulänglichkeit der im W e e n d e r A n a l y s e n g a n g vorgenommenen Versuche, die Kohlenhydrate in charakteristischen Gruppen zu erfassen. Diese sind die Rohfaseranalyse einerseits und die Berechnung derN-freien Extraktstoffe andererseits. Schon die Schöpfer der Weender Analysen, HENNEBERG und STOHMANN, waren sich der Unzulänglichkeit ihres Vorhabens, besonders hinsichtlich der Rohfaseranalyse bewußt. Nachstehende kleine Tabelle möge noch einmal die Einzelbestandteile der Weender Rohfaser und der N-freien Extraktstoffe veranschaulichen. Die R o h f a s e r enthält: Cellulose 1 unlösliche Lignin !• Anteile dieser Pentosane J drei Stoffe Suberin Cutin

Die N - f r e i e n E x t r a k t s t o f f e enthalten: Cellulose | lösliche Lignin l Teile Pentosane J dieser drei Stoffe Stärke, Glykogen, Inulin, Zucker aller Art, Lichenin, Hemicellulosen, Pektinstoffe und sonstige lösliche N-freien Stoffe

Es ist daraus zu ersehen, daß von umfangreichen Stoffgruppen, die für die R o h f a s e r charakteristisch sind, sich jeweils auch in den N-freien Extraktstoffen keineswegs unbeträchtliche Teile vorfinden. Damit ist aber eine stoffmäßige Aufgliederung der Kohlenhydrate in Fraktionen auf diesem Wege unmöglich. Bekanntlich hat der Rohfaserwert für die Charakterisierung von Futtermitteln und sonstige Zwecke der Tierernährung eine ganz andere Bedeutung als die einer exakten und analytisch einwandfreien Gehaltszahl. Will man wenigstens die Hauptgruppen der in so mannigfaltiger Vielzahl vorhandenen Kohlenhydrate genauer erfassen, bedarf es grundsätzlich neuer Analysenmethoden. Solche Spezialanalysen werden in Einzelfällen schon häufig durchgeführt, und zwar dann, wenn gewisse Stoffe besonders reichlich vorhanden sind wie etwa S t ä r k e (in Körnern, Samen, Wurzeln und Knollen) oder Z u c k e r (in zuckerreichen Materialien). Von diesen abgesehen finden wir aber in der größeren Mehrzahl der Futtermittel pflanzlicher Herkunft durchweg a n d e r e Kohlenhydrate, und zwar stärker polymerisierte, meist in den Zellwänden angehäufte Substanzen, etwa von der Art der C e l l u l o s e . Daneben besteht ein erhebliches Interesse, das mit zunehmender Verholzung der Zellwände immer stärker abgelagerte L i g n i n zu erfassen, obwohl es strenggenommen nicht zu den Kohlenhydraten gehört. 1 5 Archiv für Tierernährung, Band 13, Heft 4, 1963

216

C L E M E N S , Pektinstoffe als Bestandteile von Futtermitteln

Es gibt schon eine ganze Reihe neuerer Vorschläge [1, 2, 3, 4] zu einer besseren Aufteilung der Kohlenhydrate in Fraktionen, bei deren Prüfung und Erprobung sich im wesentlichen folgendes Bild gezeigt hat. C e l l u l o s e ist dank der schönen Arbeiten von K Ü R S C H N E R und Mitarbeitern [ 2 , 3] leicht, schnell und exakt zu bestimmen. Etwas weniger günstig liegen die Dinge bei der Analyse des L i g n i n s , das aber neuerdings, z. B. durch das Verfahren der Stoffgruppenanalyse .von SPRINGER [5] und die relativ einfach und schnell arbeitende Methode von ARMITAGE U. a. [6] besser zu erfassen ist als früher. Für die große Stoffklasse der Pentosen und der aus ihnen bestehenden Polysaccharide, der Pentosane, benutzt man die Bildung von Furfurol bei der Behandlung mit konzentrierten Säuren unter bestimmten Bedingungen. Die alte Methode von TOLLENS ist durch J A Y M E und SARTEN [ 2 , 3, 7 ] wesentlich verbessert worden und liefert im allgemeinen sehr gute und zuverlässige Werte. Die nach der Ermittlung dieser drei Stoffgruppen noch verbleibenden Kohlenhydrate machen je nach der Art der untersuchten Substanz oft nur einen kleinen, oft aber einen ziemlich großen Anteil an der organischen Substanz aus. Verdaulichkeit und Nährwert dieser „Restkohlenhydrate" sind durchweg hoch. Nur in bestimmten Produkten müssen wir in dieser Fraktion weitere Stoffgruppen annehmen, deren Nährwert ungeklärt und zum Teil zweifelhaft ist. Hierzu zählen vor allem die Pektinstoffe, die an sich in a l l e n pflanzlichen Zellwänden vorkommen, besonders reichlich aber in Früchten aller Art, auch in Körnern, Samen, Wurzeln, Knollen und ähnlichen Naturprodukten. Ihr besonders gehäuftes Vorkommen im R ü b e n m a r k führt dazu, daß man hinsichtlich der exakten Bemessung des Nährwertes mancher Rüben und Rübenprodukte im Unklaren ist. Es besteht ein wesentliches Interesse daran, gerade in diesen Futtermitteln die Kohlenhydrate durch eine zusätzliche möglichst exakte Erfassung der Pektinstoffe besser aufteilen zu können. Wir haben deshalb im Rahmen von Arbeiten über den Nährwert der Pektine entsprechende analytische Untersuchungen angestellt 1 . Dabei ergab sich u. a. folgendes. Der Hauptbestandteil der Pektinstoffe, Galakturonsäure, geht bei der Einwirkung starker Säuren nach Abspaltung von Kohlendioxyd in Pentose über. Galakturonsäure und damit Pektin zeigen deshalb sowohl beim qualitativen Nachweis als auch bei der quantitativen Analyse in vielen Fällen das Verhalten der Pentosen und Pentosane. O.

-H

\/J C

H-C-OH OH-C-H OH-C-H

-co.

*

H-C-OH

H-C-OH

H2-C-OH

OH-C-H—C;-o 'H

CH—CH CH

\o/

C-C°

H-C-OH COOH Galakturonsäure

Pentose

Furfurol

1 Eine ausführlichere Darstellung findet sich in der Dissertation von H. H A U S B E R G : „Beiträge zum Problem des Einflusses pflanzlicher Gerüstsubstanzen auf den Nährwert von Futtermitteln unter besonderer Berücksichtigung der Pektinstoffe". Kiel, 1958.

217

Archiv für Tierernährung, Band 13, Heft 4, 1963

Ein solcher Übergang von Galakturonsäure in Pentose und anschließend in Furfurol findet auch bei der bisher üblichen Bestimmung der Pentosen und Pentosane statt. Es ist dies für alle Arten der Pentosan-Furfurol-Analyse anzunehmen, sowohl für die alte ToLLENS'sche Methode, als auch die neueren Modifikationen von J A Y M E und S A R T E N . Daß letztere Autoren diese Störungsmöglichkeit nicht berücksichtigt haben, liegt sicher daran, daß ihr Interesse sich ausschließlich auf die Analyse von Z e l l s t o f f p r o d u k t e n (Papier u . a . ) erstreckte, in denen Pektinstoffe nicht oder nicht mehr enthalten sind. In der Futtermittelanalyse, insbesondere bei Materialien mit etwas höherem Pektingehalt ist indessen mit völliger Sicherheit anzunehmen, daß Pentosanbestimmungen mittels der bisherigen Verfahren und Berechnungsweisen falsch, d. h. beträchtlich zu hoch ausfallen. Vielleicht wird man auch gewisse Annahmen über die Zusammensetzung der Pektinstoffe selbst revidieren müssen. Es galt als ziemlich sicher, daß Pentosen in gewissem Umfang im Pektin vorhanden sind. Diese Vorstellung ist bis zur Erbringung eines völlig einwandfreien und spezifischen Nachweises für derartige Pentosen, der durch Galakturonsäure mit Sicherheit nicht gegeben oder beeinflußt wird, nicht als gesichert anzusehen. Wenden wir uns nun der Pektinanalyse als solcher zu, so ist zunächst festzustellen, daß die Angaben der Literatur über den Pektingehalt einzelner Materialien beträchtlich auseinandergehen. In der folgenden kleinen Tabelle sind z. B. (auf Trockensubstanz bezogen) eine Reihe derartiger Analysen zusammengestellt. Wenn auch manche Unterschiede und Schwankungen sicherlich zum Teil sortenbedingt sind oder auf unterschiedlichem Vegetationsstadium beruhen, so liegt doch ein wesentlicher Unsicherheitsfaktor für die Angabe von Pektingehalten in der Anwendung unterschiedlicher Bestimmungsmethoden. Material Citrustrester Trockenschnitzel Apfeltrester Kartoffelpülpe Feigen Karotten Zuckerrübenblatt Zuckerrübenblatt Heu Stroh

% Pektin 30-35 18-28 15-24 15-20 7 - 1 0 7 4,5-8,7 1,3 2-7,5 0 - 5

Autoren EHRLICH [9], B A K E R [8] EHRLICH [9], STOIKOFF [ 1 0 ] WILSON [ 1 0 ] , LEROY [ 1 2 ] VOLKSEN [ 1 3 ] SCHADE [ 1 4 ] WILSON [ 1 0 ] LENKEIT U. SIECK [ 1 1 ] WERNER [10] B A K E R [8], LEROY [ 1 2 ] LEROY [ 1 2 ]

Bisher bekannte A n a l y s e n m e t h o d e n zur P e k t i n b e s t i m m u n g Für die Analyse des Pektingehaltes sind relativ zahlreiche Vorschläge gemacht worden, von denen manche die vorherige Isolierung des Pektins durch Extraktion erfordern. Als Extraktionsmittel wurden angewandt: 2%ige Schwefelsäure oder Salzsäure, verdünnte organische Säuren (0,2—0,6%), schweflige Säure, Sodalösung, Polyphosphate. Als Hilfsmittel zur Isolierung wurden gelegentlich Ionenaustauscher auf Kunstharzbasis verwendet. Andere Methoden gehen auf eine direkte Bestimmung im Analysenmaterial aus. 15*

218

C L E M E N S , Pektinstoffe als Bestandteile von Futtermitteln

Die Wahl der Methode wird häufig danach festgelegt, welches Material untersucht werden soll und zu welchem Zweck die Kenntnis des Pektingehaltes erwünscht ist. Für die pektinherstellende und -verarbeitende Industrie kommt es häufig nicht so sehr auf eine genaue quantitative Erfassung des Gesamtpektins an, als vielmehr auf die Qualität (Gelierfähigkeit) der Präparate. Spezialmethoden eignen sich oft nur zur Erfassung in einzelnen Materialien, z. B. im Zuckerrübensaft, oder zur Bestimmung des fermentativen Abbaus von Pektin in Fruchtsäften. Weitere Methoden dienen lediglich der Charakterisierung technisch reiner Pektinpräparate. Überhaupt ist bei einer ganzen Reihe von Vorschlägen festzustellen, daß sie keineswegs sehr spezifisch sein können; man kann sie deshalb nur anwenden, wenn das Pektin nicht von solchen Stoffen begleitet wird, welche die gleiche oder eine ähnliche Reaktion geben, eine Voraussetzung, die bei allgemeiner Anwendung kaum zutrifft. Dies gilt vor allem für kolorimetrische und polarimetrische Methoden, bei denen häufig eine chromatographische Trennung des Hauptbestandteiles Galakturonsäure von anderen Kohlenhydraten vorgeschlagen wird. In dieser Weise wird die Farbreaktion mit Naphthoresorcin (nach KERTESZ und WINKLER) v o n BORENSTEIN U. a.

[15] zur Galakturonsäurebestimmung in Früchten angewandt. Papierchromatographische Trennung finden wir bei den Vorschlägen von FISCHER und DORFEL [ 1 6 ] , SMITH u n d SPRIESTERSBACH [ 1 7 ] s o w i e M C C R E A D Y u n d MCCOMB [ 1 8 ] .

Mit

Hilfe von Austauschern und acidimetrischer Titration [19, 20, 21] bzw. durch Bestimmung als Natrium- oder Calciumpektat [22, 23] wollen andere Autoren Pektinwerte ermitteln. Bei einer Schnellmethode von MCCREADY und SHEPHERD [24] wird die optische Drehung der Untersuchungslösung vor und nach der Pektinausfällung gemessen und aus der Differenz der Pektingehalt berechnet. Als völlig veraltet ist der Vorschlag von ZEISEL [24] anzusehen, Pektin durch Analyse des Methoxylgehaltes zu bestimmen, da einmal der natürliche Methoxylgehalt der Pektinstoffe stark schwankt und andererseits andere Substanzen, vor allem Lignin, ebenfalls Methoxylgruppen enthalten, worauf schon JANSEN und andere Autoren [25, 26] hingewiesen haben. Die zur Zeit beste und häufig angewandte Methode der Pektinanalyse beruht auf der Decarboxylierung der Galakturonsäure nach dem Prinzip von TOLLENS und LEFEVRE [27]. Modifikationen der ursprünglichen Arbeitsweise sind u. a. von DICKSON,

OTTERSON

und

LINK

[28],

MCCREADY,

SWENSON u n d

MCLAY

[29],

VOLLMERT [30] sowie von JENSEN und Mitarb. [31] angegeben worden. Die CO a Bestimmung erfordert zwar für jede Einzelanalyse einen besonderen Apparat, ist aber verhältnismäßig leicht und schnell durchführbar. Bei annähernd reinen Pektinpräparaten und bei solchen Materialien, die ihrer Natur nach keine oder nur wenig störende Substanzen enthalten, gibt sie gute und reproduzierbare Werte. Störungen und Zweifel können bei Analysenmaterialien mit niedrigem Pektingehalt auftreten, insbesondere bei solchen, die außer Galakturonsäure andere CO a -abspaltende Bestandteile aufweisen. Dies ist vor allem bei Glucuronsäure der Fall, die gelegentlich in Naturstoffen vorkommt, bei sonstigen Substanzen aber auch nicht ausgeschlossen. Es erschien uns zweckmäßig, vor allem für Vergleichs- und Kontrollanalysen eine unter bestimmten Voraussetzungen spezifische Bestimmungsmethode auszuarbeiten. Als präparative Vorarbeit wurde zunächst von dem einen von uns (S. HARNISCH) ein Verfahren zur Darstellung von reinem a-d-Galakturonsäuremonohydrat aus

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handelsüblichem Pektinkonzentrat ausgearbeitet. Diese Substanz benötigten wir, da sie in der Natur den Hauptbestandteil der Pektinstoffe darstellt, als Testmaterial für Analysen und als Futterzusatz bei speziellen Tierversuchen. 50 g Trockenpektin (Apfel- oder Zuckerrübenpektin) werden mit etwas Äthylalkohol durchfeuchtet und unter kräftigem Rühren in 2 1 heißem Wasser gelöst. Man läßt auf 40° abkühlen und rührt in die erhaltene sehr viskose Lösung 100 ml einer 3%igen Lösung von Pektinase (siehe unten) ein. Unter Zusatz von etwas Toluol läßt man sie nun 5 Tage im Brutschrank stehen. Zur Isolierung der Galakturonsäure wird die sauer reagierende Flüssigkeit zunächst durch Zentrifugieren von Bodensatz und Schwebstoffen befreit und über mehrere aufeinandergelegte Kohlefilter ( S C H L E I C H E R U. S C H Ü L L 509) filtriert. Das leicht gelblich-braun gefärbte Filtrat läßt man langsam durch eine Austauschersäule (3 cm Durchmesser und 30 cm Höhe) hindurchfließen, die mit Merck III/C0 3 -Form beschickt ist. Anschließend wäscht man die Säule gründlich mit reinem Wasser aus und eluiert dann die adsorbierte Galakturonsäure mit n Natriumcarbonatlösung, bis eine Probe des Filtrats keine Naphthoresorcin-Reaktion mehr gibt. Bei der angegebenen Menge werden zur Elution etwa 2—4 Liter benötigt. Das alkalisch reagierende Eluat wird zur Entfernung der Kationen durch eine ebenso große Austauschersäule filtriert, die mit Amberlite IRA 120 gefüllt ist. Sorgfältige, restlose Entfernung der Kationen ist wichtig; notwendigenfalls muß das Austauschermaterial erneuert werden. Die jetzt erhaltene Galakturonsäurelösung wird im Vakuum eingeengt und ergibt einen dünnflüssigen leicht gelblichen Sirup. Bei längerem Stehen im Kühlschrank kristallisiert die Säure aus. Dies kann durch Zugabe eines Impfkristalls und Anreiben gefördert werden. Nach möglichst vollständiger Kristallisation verreibt man die Masse mit 90%igem Äthanol und saugt auf einer Nutsche ab. Danach wird mehrfach mit kaltem Äthanol und zuletzt mit Äther nachgewaschen. Das erhaltene Präparat wird im Vakuum bei 60° getrocknet. Es soll dann rein weiß sein und genügt schon den Ansprüchen für bestimmte Versuche. Die Ausbeute beträgt je nach Ausgangsmaterial 30—40 g. Ist eine weitere Reinigung erforderlich, löst man das Präparat in reinem Wasser, adsorbiert die Galakturonsäure noch einmal im Anionenaustauscher und verfährt weiterhin in der oben beschriebenen Weise. Im Rahmen unserer Arbeiten über die Pektinstoffe bedienten wir uns zunächst hauptsächlich der Decarboxylierungsmethode nach T O L L E N S in der Modifikation von M C C R E A D Y . Dieses Verfahren arbeitet nach folgendem Prinzip. Die Untersuchungssubstanz wird mit konstant siedender Salzsäure (19% HCl) behandelt; dabei spalten die Uronsäuren C 0 2 ab, das mittels C0 2 -freier Luft in eine Barytwasser-Vorlage getrieben wird. Das gebundene Kohlendioxyd wird durch Rücktitration bestimmt. Wir wählten diese Methode, da sie in eine für Serienanalysen geeignete apparative Handhabung gebracht werden kann. Eine Beschreibung der Grundapparatur und des Bestimmungsverfahrens findet sich bei P A E C H - T R A C Y 2 . Sechs Einzelapparaturen wurden in einem entsprechenden Aufbau vereinigt, wobei als zusätzliche Sicherheitsvorkehrungen vergrößerte Waschvorrichtungen und ein Quecksilberrückschlagventil vor jeder Einzelapparatur angebracht wurden. 2

PAECH, K. und M. V. TRACY: Moderne Methoden der Pflanzenanalyse. Springer-Verlag 1955, Bd. IJ, 245ff.

220

CLEMENS, Pektinstoffe als Bestandteile von Futtermitteln

Als Testsubstanz für die Methode diente reines Galakturonsäuremonohydrat. Bei der von M C C R E A D Y vorgeschlagenen Zersetzungsdauer ( 2 Stunden) wurde keine quantitative CO a -Ausbeute, sondern nur eine von 91—93% erhalten. Erst bei 6stündiger Erhitzung ergab sich eine annähernd stöchiometrische Ausbeute. Die gleichen, praktisch ausreichenden Werte (95—98%) erhielten wir in nur zwei Stunden Reaktionszeit, wenn statt Salzsäure 4 0 % i g e B r o m w a s s e r s t o f f s ä u r e benutzt wurde. Die Reproduzierbarkeit der Werte ist bei dieser Methode durchaus befriedigend, auch wenn es sich um die Untersuchung von Futterstoffen handelt:

Reproduzierbarkeit der Analysenwerte bei der Pektinbestimmung nach TOLLENS — MCCREADY

Untersuchte Substanzen

Analysenserie I. n = % Galakturonsäure Analysenserie II. n = % Galakturonsäure Analysenserie III. n = % Galakturonsäure

Zuckerrübenpektin

Trockenschnitzel

6 62,6 ± 0 , 8 3 62,6 ± 1 , 7 3 62,9 ± 0 , 7

3 25,8±0,6

Heu

Hammelkot

3 24,3 ± 0 , 2

2 11,5±0,3 2 11,4±0,2

2 8,1 ± 0 , 2 2 7,6±0,4

3 24,3±0,2

2 10,5±0,3

—

Auf Grund dieser Analysen kann man bei zwei Parallelbestimmungen mit einer Standardabweichung (bezogen auf den absoluten Galakturonsäuregehalt) von etwa ± 3 % rechnen. Die für Heu bzw. Hammelkot ermittelten Gehaltszahlen erscheinen zu hoch. Wir prüften daher eine Reihe von Substanzen, die regelmäßig als Begleitstoffe des Pektins auftreten, auf ihr Verhalten gegen siedende Halogenwasserstoffsäure. So konnten wir nachweisen, daß • Kohlenhydrate — vor allem auch Cellulose — das Resultat durch Abspaltung von Kohlendioxyd verfälschen.

Prüfung einiger Substanzen auf CO a -Abspaltung

Substanz 0,5 0,2 0,2 0,2 0,2 0,2

g g g g g g

Cellulose Holzmehl Arabinose Glucose Casein organische Säure

scheinbarer Uronsäuregehalt mg

/o

14,6 4,9 11,6

2,9 2,5 5,8

— — -

— •

— -

Archiv für Tierernährung, Band 13, Heft 4 , 1 9 6 3

221

Demgegenüber kann der Einfluß von Eiweiß und einer Reihe organischer Säuren vernachlässigt werden. Geprüft wurden Essigsäure, Oxalsäure, Milchsäure, Glutaminsäure. Durch geeignete Handhabung der C0 2 -Bestimmung ist auch der Einfluß von Carbonaten auszuschalten, da diese bereits in der Kälte C 0 2 abspalten. In weiteren Versuchen, eine genauere und spezifische Bestimmungsmethode für Pektine auszuarbeiten, gingen wir davon aus, daß Galakturonsäure, der Hauptbestandteil des Pektins, durch Oxydation nach TOLLENS in gleicher Weise, wie es für die Galaktose feststeht, in S c h l e i m s ä u r e übergeführt werden kann, die analytisch gut erfaßbar ist. Es war zu prüfen, ob man damit auch in Naturstoffen zum Ziele kommt. Voraussetzung ist allerdings, daß keine wesentlichen Mengen an artfremden Galaktoseverbindungen zugegen sind. Für die meisten pektinhaltigen Stoffe kann dies angenommen werden. Andererseits rechnet man damit, daß (hemicelluloseähnliche) G a l a k t a n e 3 ebenfalls integrierende Bestandteile der Pektinstoffe sein können, zum mindesten sehr eng mit den letzteren vergesellschaftet sind. In diesem Fall wäre die Miterfassung solcher Galaktane durch Schleimsäureanalyse ein tatsächlicher Vorteil. Im ganzen gesehen, wäre es unvollkommen, Pektin nur als „Polygalakturonsäure" zu berechnen. Es erscheint notwendig (und wir sind daher in weiteren Arbeiten darum bemüht) den sonstigen Bestandteilen des Pektins, z. B. dem stets vorhandenen, allerdings wechselnden Methoxylgehalt usw. gerecht zu werden, so weit dies bei dem „approximativen" Charakter der ganzen Kohlenhydratfraktionierung möglich ist. Die Oxydation zu Schleimsäure erschien geeignet, die wesentlichen Fehlerquellen auszuschalten. In eingehenden Versuchsreihen konnten wir bestätigen, daß G a l a k t u r o n s ä u r e praktisch in gleicher Weise wie Galaktose — also zur quantitativen Erfassung verwertbar — Schleimsäure liefert. Es war möglich, eine ausreichend unterteilte Tabelle für die Relationen zwischen der Menge an vorhandener Galakturonsäure und den erhaltenen Auswagen an Schleimsäure zu erarbeiten, wie es für Galaktose seinerzeit durch van der HAAR [32, 33] geschehen ist. Diese Tabellenwerte zeigen innerhalb eines recht weiten Bereiches eine lineare Beziehung zwischen Galakturonsäure und Schleimsäure. Die erhaltene Gerade entsprach (für Galakturonsäure als Abszisse) der einfachen Regressionsgleichung y = 0. Die Bestimmung der Pektinstoffe als Schleimsäure hätte den Vorteil, daß man sich auf unterschiedliche Einwagen einstellen könnte, entsprechend kleinen oder größeren Pektingehalten. Im ganzen gesehen sollte diese Methode allerdings wegen ihres großen Aufwandes an Zeit und Arbeit nur zur Kontrolle anderer einfacherer und schnellerer Verfahren benutzt werden. Während sich die Oxydation zu Schleimsäure bei reiner Galakturonsäure, reinen Pektinpräparaten und sehr pektinreichen Materialien als gut geeignet erwies, zeigte sich bei der Analyse pektinarmer Futtermittel, daß die Schleimsäureausbeute wahrscheinlich infolge der bei der Oxydation entstehenden störenden Nebenprodukte schwankte und damit die Exaktheit und Reproduzierbarkeit der Resultate nicht den Erwartungen entsprach. Trotz intensiver Bemühungen gelang es bisher noch nicht, Analysenbedingungen festzulegen, mit denen die störenden Einflüsse ausgeschaltet werden konnten. Eine besondere Isolierung der 8

Nachgewiesen sind auch kleine Mengen gemischter Polysaccharide, 2. B . Galaktomannane u. dgl.

222

C L E M E N S , Pektinstoffe als Bestandteile von Futtermitteln

Pektine aus derartig pektinarmen Material hätte wahrscheinlich zum Ziele geführt, würde aber den Analysenaufwand auf untragbare Ausmaße erhöhen. Wir verzichten deshalb auf eine Wiedergabe des derzeitigen Standes unserer Untersuchungen. Dafür wird anschließend eine von dem einen von uns (S. HARNISCH) ausgearbeitete neue Schnellmethode, die nach anderen Prinzipien vorgeht, aufgeführt. Dabei werden die Pektinstoffe durch Behandlung mit verdünnter Mineralsäure in Lösung gebracht und enzymatisch mittels Pektinase abgebaut. Die gebildete G a l a k t u r o n s ä u r e wird mit Hilfe eines Anionen-Austauschers von störenden Begleitstoffen abgetrennt. Ihre Bestimmung erfolgt auf photometrischem Wege. Hierzu wurde die Reaktion der Uronsäuren mit Naphthoresorcin ausgenutzt. Die Bestimmung wurde zunächst an wässerigen Lösungen erprobt. Es zeigte sich, daß Proportionalität zwischen Galakturonsäurekonzentration und gemessener Extinktion besteht, wenn unter den angegebenen Bedingungen (s. unten) gearbeitet wird. Bei höheren Konzentrationen an Uronsäure bereitet die vollständige Lösung des gebildeten Farbstoffes im Äther-Äthanol-Gemisch Schwierigkeiten, so daß gegebenenfalls mit größeren Mengen des Gemisches auszuschütteln ist. Andere Lösungsmittel (Benzol, Toluol, Chloroform) bewährten sich wegen geringeren Lösungsvermögens nicht. Die vollständige Entwicklung des mit Naphthoresorcin gebildeten Farbstoffes erfordert bei 90° eine Reaktionszeit von etwa drei Stunden. Für eine Konzentration von 20 fj.g Galakturonsäure in 1 ml Meßlösung wurden folgende Extinktionen gemessen: Erhitzungsdauer (90°) 45 90 120 360

Extinktion

Zahl der Analysen

310 530 635 640

3 3 3 3

Min. Min. Min. Min.

Die photometrische Bestimmung liefert einwandfreie Resultate, wenn die Galakturonsäure in n Natriumcarbonat gelöst wird, wie dies zur Elution aus der Austauschersäule notwendig ist. Als Austauscher wurde der stark basische Anionenaustauscher Merck III in CO a Form benutzt. Die quantitative Elution der absorbierten Uronsäure erfordert 250 ml n Natriumcarbonatlösung. Versuche, mit geringeren Eluatmengen auszukommen, führten zur Nichterfassung von 7—10%. Konzentration der Meßlösung 12 ng/ml 20 (ig/ml

direkte Bestimmung ( = Eich wert) 445 (n = 4) 740 (n = 4)

Bestimmung über Austauschersäule 100 ml Eluat

250 ml Eluat

410 (n = 8) 665 (n = 4)

445 (n = 4) 735 (n = 4)

Es gelang, auf Säulen der angegebenen Dimensionen die Galakturonsäure von verschiedenen Zuckern (in zehnfacher Konzentration), die in erster Linie als Störungssubstanzen in Frage kommen, einwandfrei abzutrennen. Ein derartiger Uberschuß an störenden Stoffen tritt aber praktisch nicht auf.

223

Archiv für Tierernährung, Band 13, Heft 4 , 1 9 6 3

Gefundener Galakturonsäuregehalt

Angewandte Konzentrationen 1. 20 HR Galakturonsäure + 200 [ig Glucose/ml 2. 20 HS Galakturonsäure + 200 [ig Fructose/ml 3. 20 Hg Galakturonsäure + 200 [ig Arabinose/ml

19,7 [ig/ml 19,5 [ig/ml 20,2 [ig/ml

(n = 4) (n = 4) (n = 4)

Das über die Säule gegebene Hydrolysat erhält S 0 4 " - I o n e n (Kon2entration etwa n/10). Die Adsorption und Elution der Galakturonsäure wird nach unseren Untersuchungen durch die gleichzeitige Anwesenheit der S 0 4 " - I o n e n nicht gestört, wenn Säulen der angegebenen Kapazität benutzt werden und die Hydrolysatmenge 50 ml ( = 50 m Äq. S 0 4 " ) nicht übersteigt. Während der Elution mit 250 ml n Natriumcarbonatlösung werden die Säulen gleichzeitig regeneriert. Nach gründlichem Durchwaschen mit destilliertem Wasser sind sie für die nächste Analyse wieder verwendungsfähig. Eine Vorbehandlung des Ausgangsmaterials mit verdünnter Säure ist notwendig, um das pflanzliche Protopektin für den nachfolgenden enzymatischen Aufschluß in Lösung zu bringen. Versuche, durch direkte Enzymbehandlung des Materials eine quantitative Hydrolyse des Pektins zu erreichen, führten zu keinem befriedigenden Ergebnis. Die Säureextraktion muß so durchgeführt werden, daß eine möglichst vollständige Lösung der Pektinstoffe stattfindet. Andererseits soll der Abbau der Pektinkette gering gehalten werden, damit keine freie Galakturonsäure entsteht, die unter dem Einfluß der Säure sekundäre Abbauprodukte (Furfurol) liefert. Aus diesem Grunde ist es nicht möglich, die Galakturonsäure durch eine vollständige Säurehydrolyse freizusetzen. Eine Zersetzung der Galakturonsäure wird mit Sicherheit vermieden, wenn die Hydrolyse mit n/4 Schwefelsäure durchgeführt wird. Die Behandlung von 250 mg G a l a k t u r o n s ä u r e mit Schwefelsäure verschiedener Konzentrationen auf dem Dampfbad während unterschiedlicher Zeiten führte zu folgenden Resultaten:

Schwefelsäurekonzentration n/10 n/4 n/2 0 ( = Standardwert)

wiedergefundene Uronsäuremengen in mg 30 Min. 60 Min. 120 Min. 240 Min. 243 235 251 254

255 250 241 243

260 256 240 240

_

243 180 252

Bei der versuchsweisen Durchführung der Extraktion mit Salzsäure wurden wesentlich stärkere Abweichungen vom Standardwert erhalten. Für die weiteren Versuchsreihen wurde daher nur n/4 Schwefelsäure benutzt. Dabei erwies sich eine Erhitzungszeit von 2 Stunden zur vollständigen Lösung des Pektins — außer bei schwer hydrolysierbaren Stoffen (Rauhfuttermittel, K o t ) — als ausreichend. Bei letzteren Stoffen wurde 4 Stunden erhitzt. Für die anschließende enzymatische Hydrolyse muß der Säureüberschuß auf p H 4—5 (das Reaktionsoptimum der Pektinase) abgestumpft werden. E s genügt eine grobe Einstellung der Wasserstoffionenkonzentration, denn auch bei p H 3 bzw. p H 5,5 erwies sich die

224

CLEMENS, Pektinstoffe als Bestandteile von Futtermitteln

Pektinase noch als wirksam. Die Ausbeute an Galakturonsäure wird durch die Salzkonzentrationen, die sich aus der Neutralisation des Säureextraktes ergeben, nicht beeinflußt. Nach 7tätiger enzymatischer Hydrolyse von 500 mg Pektin bei verschiedenem pH-Wert bzw. verschiedener Salzkonzentration wurden folgende Galakturonsäuremengen gefunden: pH 3 4 5 5,5

Uronsäure 310 302 312 299

mg mg mg mg

Salzkonzentration konstant = n/4

Na 2 S0 4 -Konzentration

Uronsäure

n/10 n/4 n/2

304 mg 309 mg 297 mg

pH-Wert konstant = 4,5

Die fermentative Spaltung liefert m a x i m a l e Ausbeuten, wenn die Fermentationszeit 5—7 Tage beträgt. In den Hydrolyserückständen verschiedener Materialien (Heu, Stroh, Trockenschnitzel, Futterrüben, Pektin) konnte keine Uronsäure mehr nachgewiesen werden, so daß unter den angegebenen Bedingungen auch eine quantitative Spaltung des Pektins gewährleistet ist. Den gleichen Befund ergab die enzymatische Hydrolyse eines hochgereinigten, voll löslichen Pektins: Nach Abtrennung der freigesetzten Uronsäure auf der Austauschersäule verblieb im Hydrolysat weniger als 1% der ursprünglich eingewogenen Pektinmenge. Als Pektinasepräparat wurde ein standardisiertes Präparat der Firma Carl Roth, Karlsruhe, benutzt. Unter den mitgeteilten Bedingungen genügen 0,2 g zur vollständigen Spaltung der vorhandenen Pektinstoffe, auch wenn reine Pektinpräparate eingewogen wurden. Die Arbeiten zur photometrischen Bestimmung der Uronsäure stützen sich auf die Veröffentlichungen von B O R E N S T E I N [ 1 5 ] und K E R T E S Z [ 3 4 ] , die auch die Abtrennung der Uronsäure mit Austauschern vorschlugen. Die Studien über den enzymatischen Pektinabbau wurden durch die Arbeit von H E N G L E I N und H A N N [ 3 5 ] sehr erleichtert. D u r c h f ü h r u n g der B e s t i m m u n g 1 g der feingemahlenen Substanz wird in einen 250-ml-Weithalskolben eingebracht und in 50 ml n/4 Schwefelsäure suspendiert. Die Suspension wird 2 Stunden 4 auf dem Dampfbad erhitzt und nach dem Abkühlen mit n/4 Natronlauge auf pH 4—5 eingestellt. Nach Zugabe von 10 ml Pektinaselösung und etwas Toluol werden die Kolben für 7 Tage unter gelegentlichem Umschütteln im Brutschrank bei 40° aufbewahrt. Nach beendeter Fermentation werden die Kolben bis zur Marke aufgefüllt. Der (nötigenfalls filtrierten) überstehenden Lösung wird ein aliquoter Anteil (höchstens 50 ml) entnommen und mit 3—5 ml pro Minute Durchflußgeschwindigkeit über die Austauschersäule gegeben. (Austauscher: Merck III oder Amberlite IRA 400 in 4

Bei Rauhfutter, Kot u. dgl. 4 Stunden.

Archiv für Tierernährung, Band 13, Heft 4,1963

225

C0 3 -Form; Abmessung der Säule: 8—10 mm Durchmesser, 200 mm Höhe). Die Säule wird anschließend mit 4 x 50 ml CO a -freiem (ausgekochtem) Wasser durchgewaschen. Die Elution geschieht mit n Natriumcarbonat-Lösung bei langsamem Durchfluß. Das Eluat wird in einem 250-ml-Meßkolben bis zur Marke gesammelt. Vom gut durchmischten Eluat werden 2 ml in ein starkwandiges Reagenzglas pipettiert. Nach Zugabe von 2 ml Salzsäure (D = 1,15) und 2 ml NaphthoresorcinReagens 5 wird das Reagenzglas 3 Stunden in ein auf 90° temperiertes Wasserbad gestellt. Nach dem Abkühlen werden 15 ml eines Äther-Äthanolgemisches (10 Vol.Teile Äther -)- 1 Vol.-Teil Äthanol) aufpipettiert. Das gut verschlossene Glas wird nun 10 Min. geschüttelt und die Extinktion des Ätherauszuges in verschlossenen Küvetten bei einer Wellenlänge von 578 mfx und einer Schichtdicke von 20 mm gemessen. Eine entsprechend hergestellte Vergleichslösung ohne Galakturonsäure dient als Bezugslösung. Zur Aufstellung der Eichkurve werden Lösungen von reiner Galakturonsäure in n Natriumcarbonat benutzt, die je ml 3—30 ¡ig Galakturonsäure enthalten. Die Menge des über die Säule gegebenen Hydrolysats soll so gewählt werden, daß der Uronsäuregehalt des Eluats etwa in den Konzentrationsbereich von 3 bis 20 |xg/ml fällt. Für den meist vorhandenen Gehalt der Enzymlösung an Uronsäure ist ein Blindversuch anzusetzen. Der hierbei erhaltene Extinktionswert wird vom Meßwert abgezogen. Bei pektinreichen Stoffen kann die Einwaage herabgesetzt werden. Bei sehr kleiner Pektinkonzentration empfiehlt es sich, nur 10 oder 5 ml Äther-Äthanolgemisch zum Ausschütteln zu benutzen und entsprechende Eichwerte aufzustellen. D e r E i n f l u ß d e r P e k t i n e auf d i e P e n t o s a n a n a l y s e Wie schon in der Einleitung erwähnt, sind die auf Grund der Furfurolbildung ermittelten Pentosan-Werte in Futtermitteln falsch, wenn nennenswerte Mengen an Pektinstoffen vorhanden sind. Zur Erlangung richtiger Pentosan-Werte ist es deshalb unumgänglich notwendig, das aus P e k t i n gebildete Furfurol als Korrektur zu berücksichtigen. Unter den Bedingungen der bewährten Pentosan-Analyse von J A Y M E und SARTEN bestimmten wir das Furfurolbildungsvermögen einer möglichst reinen Galakturonsäure. Es zeigte sich, daß Furfurol stets in konstantem und einwandfrei reproduzierbarem Verhältnis entsteht. Ermittelt man also durch besondere Analysen den G a l a k t u r o n s ä u r e g e h a l t von Futtermitteln (etwa mit der eben beschriebenen photometrischen Methode von Harnisch) und rechnet ihn auf Furfurol oder besser direkt auf Pentosane um, so kann man durch Abziehen dieses Wertes vom scheinbaren Pentosangehalt, der aus dem Gesamt-Furfurol berechnet wurde, den wirklichen Gehalt an echten Pentosanen feststellen. Zweifellos sind bisher bei allen Stoffen mit nennenswertem Pektingehalt irrtümliche, d. h. zu hohe Pentosan-Werte ermittelt worden. Bei Substanzen, die wenig oder keine P e n t o s a n e enthalten, wohl aber reichlich P e k t i n , ist dies als besonders kritisch anzusehen. Relativ unerheblich wird die Bildung von Furfurol aus G l u c u r o n s ä u r e sein, die sich sonst ebenfalls störend auswirken könnte. Das genaue Ver5 Naphthoresorcin-Reagens: 0,2 g Naphthoresorcin werden in 100 ml destilliertem Wasser von 40° gelöst. Die Lösung wird mit 1 ml konzentrierter Salzsäure versetzt und in eine dunkle Vorratsflasche abiiltriert.Nach 2-4stündigem Stehen ist das Reagens gebrauchsfertig. Haltbarkeit 2 Monate bei Aufbewahrung im Kühlschrank; eine leichte Verfärbung stört nicht.

226

C L E M E N S , Pektinstoffe als Bestandteile v o n Futtermitteln

hältnis Galakturonsäure: Furfurol und damit der scheinbare Pentosanwert des Pektins geht aus der nachstehenden Tabelle hervor. Es wurden 5 Analysen mit einem handelsüblichen Präparat von Galakturonsäuremonohydrat ausgeführt, das nach sorgfältiger Untersuchung einen Reingehalt von 98,5% aufwies. Die Analysenresultate wurden danach auf reine wasserfreie Galakturonsäure umgerechnet. Verbrauch ml n/10 Br-Lösung 4,85/4,95/4,80/ 4,80/4,85

scheinbarer Pentosanwert (%) 35,5/36,2/35,1 35,1/35,5

Mittelwert 35,5

Standardabweichung ± 0,453

Danach liefert ein Gramm Galakturonsäure (wasserfrei) im Mittel 0,258 g Furfurol und hat also einen scheinbaren Pentosanwert von 0,355 g. Die Auswirkungen dieses Befundes auf die systematische Analyse der Kohlenhydrate in Futtermitteln, insbesondere hinsichtlich der besseren Aufteilung der organischen Substanz, werden von uns noch bearbeitet. Zusammenfassung Die vorliegende Arbeit beschäftigt sich zunächst mit den bisher bekannten Literaturangaben über das Vorkommen von Pektinstoffen in pflanzlichen Produkten, vor allem Futtermitteln und die analytische Erfassung der Pektine. In eigenen Untersuchungen zur Pektinanalyse wurde die bisher beste Methode von Tollens-McCready für Serienuntersuchungen eingerichtet und auf Signifikanz, sowie hinsichtlich der Störungsmöglichkeit durch andere organische Stoffe geprüft. Eine spezifische und absolute Pektinanalyse mittels der Oxydation zu Schleimsäure ist bei Galakturonsäure, bei reinen Pektinpräparaten und pektinreichen Materialien möglich, gab aber bei relativ pektinarmen Naturstoffen schwankende Resultate, so daß diese Möglichkeit noch nicht praktisch nutzbar gemacht werden konnte. Es wurde deshalb eine neue Methode ausgearbeitet, bei der die Pektinstoffe von Futtermitteln mittels n/4 Schwefelsäure gelöst werden. Anschließend wird bei einem pH von 4—5 mittels Pektinase zu Galakturonsäure hydrolysiert, was bei einer Fermentationszeit von 7—10 Tagen quantitativ erfolgt. Durch Absorption in Austauschersäulen, die mit den Austauschern Merck III bzw. Amberlite IRA 400 in C0 3 -Form beschickt sind, und nachfolgende Elution mit n Natriumcarbonatlösung läßt sich die Hauptsubstanz der Pektine, die Galakturonsäure quantitativ isolieren und photometrisch mittels der Reaktion mit Naphthoresorcin schnell und genau bestimmen. Ein ähnliches Verfahren wurde zur präparativen Darstellung reiner Galakturonsäure ausgearbeitet. Im Laufe der Untersuchungen ergab es sich, daß Pektinstoffe bei Einwirkung starker Säuren Furfurol liefern. Dies führt zu einer fundamentalen Störung der quantitativen Bestimmung von Pentosanen, die seit jeher auf der Furfurolbildung (Tollens) beruht. Exakte Pentosananalysen mittels der Methode von Tollens bzw. Jayme und Sarten sind deshalb bei pektinhaltigen Naturprodukten nur möglich, wenn gleichzeitig eine Bestimmung der Galakturonsäure, etwa nach dem von uns

227

Archiv für Tierernährung, Band 13, Heft 4,1963

angegebenen Verfahren oder nach Tollens-McCready, vorgenommen wird. 1 g wasserfreie Galakturonsäure hat nach unseren Untersuchungen einen scheinbaren Pentosanwert von 0,355 g, um den die Pentosananalyse korrigiert werden muß. Literaturverzeichnis N A U M A N N , K.: Z. Tierern. u. Futterm., 3, 193, 1940 B E C K E R , M . , und R. M O S L E N E R : Landw. Forschg., 2, 97, 1950 N E H R I N G , K . , und W . L A U B E : Arch. Tierern., 5, 177, 1955 WILLIAMS, K . T . , u n d A . BEVENUE: J . A . O . A . C., 39, 901, 1956 S P R I N G E R , U . : Bodenk. u. Pflanzenern., 18, 129, 1940 A R M I T A G E , E . R., R. B. A S H W O R T H und W. S . F E R G U S O N : J. SOC.

241, 1948 J A Y M E , G., und P.

S A R T E N : Bioch. Zs., 308, BAKER, G . L . : J . A . O . A . C „ 23, 137, 1940

Chem. Ind., 67,

109, 1941

F., in: G. Klein. Handb. d. Pflanzenanalyse 3. Bd., Spezielle Analyse II, S. 92, Springer, Wien, 1932 H E N G L E I N , F . A . , in: P A E C H , K . , M. V . T R A C E Y , Mod. Methoden d. Pflanzenanalyse, Bd. 2, S. 260/62, Springer, Berlin 1955 L E N K E I T , W., und K. H. S I E C K : Arch. Tierem., 6, 331, 1956 L E R O Y , A. M . , und A. M I C H A U X : C. R . Acad. Sei., 229, 1034, 1949 II V O L K S E N , W.: Z. Lebensm.unters. u. -forschg., 90, 177, 1950 S C H A D E , G.: Z. Lebensm.unters. u. -forschg., 99, 264, 1954 B O R E N S T E I N , B., E . F. S T I E R und C. O . B A L L : J. Agr. Food Chem., 3 , 1 0 4 1 , 1 9 5 5 F I S C H E R , F . G . und H . D Ö R F E L : H . S . physiol. chem. Z . , 2 9 7 , 1 6 4 , 1 9 5 4 S M I T H , F., und D . S P R I E S T E R S B A C H : zit. n.: Ber. üb. ges. Phys. u. exp. Pharm., 1 7 4 , EHRLICH,

15, 1955 M C C R E A D Y , R. M . , und E. A. M C C O M B : Anal. Chem., 2 6 , 1 6 4 5 , 1 9 5 4 A N Y A S - W E I S Z , L., J . SOLMS U. H . D E U E L : Mitt. Lebensmittelunters., 4 2 , 9 1 , 1 9 5 1 O W E N S , H . S . , R. M . M C C R E A D Y , A. D. SHEPHERD U. a.: Methods used at Western

Regional Research Laboratory for Extraction and Analysis of Pectic Materials. AlbanyCalif. AIC., 340, 1952 M C C R E A D Y , R. M . , und E. A. M C C O M B : Anal. Chem., 24, 1986, 1952 C A R R E , M. H . , und D. H A Y N E S : zit. n.: Joslyn, M. A., Methods in Food Analysis, S. 455, New York 1950 H O L T , R . : Analyst., 7 9 , 6 2 3 , 1 9 5 4 Z E I S E L , S., zit. n.: P A E C H , K., M. V. T R A C E Y , Mod. Methoden d. Pflanzenanalyse, Bd. 2, S. 243, Springer, Berlin 1955 J A N S E N , E. F . , S . W . W A I S B R O T und E. R U T Z : Ind. Eng. Chem., Anal. 1 6 , 5 2 3 , 1 9 4 4 H I L L S , C. H . , C. L . OGG und R . S P E I S E R : Ind. Eng. Chem., Anal. Ed. 1 7 , 5 0 7 , 1 9 4 5 TOLLENS, B . , u n d K . V . LEFEVRE: B e r . 4 0 , 4 5 1 3 , 1 9 0 7 D I C K S O N , A. D . , H. O T T E R S O N und K. P. L I N K : J. Amer. M C C R E A D Y , R. M . , H. A. S W E N S O N und W. D . M A C L A Y :

1946

Chem. Soc., 52, 775, 1930 Ind. Eng. Chem., 18, 290,

B.: Makromol. Chemie., 3, 140, 1949 und A . H A U G : Norsk Institutet f. Tang og Tareforskning, Rep. 12. Oslo 1955 H A A R VAN D E R , A. W.: Bioch. Z. 81, 263, 1917 H A A R VAN D E R , A. W.: Anleitung zum Nachweis usw. der Monosaccharide. Berlin 1920 K E R T E S Z , Z. I.: The pectic substances; Intersci. Publ. 1951 (New York) H E N G L E I N , F. A., und M. H A N N : Makromolekulare Chem., 2, 289, 1948 VOLLMERT,

JENSEN, A . , J . LUNDE

Eingegangen: 8. März 1963

229 Aus dem Forschungsinstitut für Tierzucht, Kostinbrod b/Sofia (Direktor: Prof. P. IVANOV)

S . SANDEV u n d D . CHOBANOV

Vereinfachte chromatographische Bestimmung der organischen Säuren in Gärfuttern Zur qualitativen Bewertung der Gärfutter ist die Untersuchung ihres Gehaltes an organischen Säuren von Bedeutung. Die übliche Methode von L E P P E R [ 3 ] zur Bestimmung der Milchsäure, Essigsäure und Buttersäure beruht auf empirisch festgestellten Mengenverhältnissen zwischen der Butter- und der Essigsäure im Destillat, das unter strenger Einhaltung bestimmter Destillationsbedingungen aus der Gärfutterprobe gewonnen wird. Wie die Futtermittelanalytiker von der Arbeitsgemeinschaft „Futterbewertung und Methoden der Futterwertmessung" hingewiesen haben, ist die Genauigkeit dieser Methode aber nicht ausreichend [7]. In letzter Zeit wird die Gas-Verteilungschromatographie zur Trennung der organischen Säuren in den Gärfuttern erfolgreich angewandt. Doch die Vorbereitung der Probe (Reinigung, Umwandlung in Ester usw.) ist hierbei sehr zeitraubend und kann zu Fehlern führen. Die von L E S S A R D U. Mitarb. [ 4 ] erhaltenen Ergebnisse haben gezeigt, daß der Gärfutterauszug, außer Milch-, Essig- und Buttersäure, in geringen Mengen auch Propionsäure und Bernsteinsäure enthält. Wir haben daher ein Verfahren zur Trennung und Bestimmung der organischen Säuren in den Gärfuttern durch Flüssigkeits-Verteilungschromatographie entwickelt, wobei die Vorbereitung der Probe bedeutend vereinfacht ist: Nach Eindampfen des wäßrigen Auszuges bis zur Trockne und Lösen des Rückstandes in der beweglichen Phase wird der Auszug direkt auf die chromatographische Säule aufgetragen. Dies geschieht in analoger Weise wie bei der in einer anderen Arbeit beschriebenen Methode zur Bestimmung der flüchtigen Fettsäuren im Pansensaft von Wiederkäuern [5]. Zur Trennung der organischen Säuren im Gärfutterauszug werden neue Systeme von Lösungsmitteln verwendet. Chromatographische Analyse A p p a r a t u r : Das Schema und die Apparatur sind in einer anderen Arbeit ausführlich beschrieben [1]. Die Apparatur besteht aus einer Säule (Länge 40 cm, Innendurchmesser 10 mm) mit Behälter für die bewegliche Phase, einem Zwischenstück (Sammler) zum Dosieren der Fraktionen, einem Titriergefäß, einer Mikrobürette (5 ml) und einer Dosierungsvorrichtung für bestimmte Volumina der Indikatorlösung. Der Phasenbehälter auf dem oberen Teil der Säule ist mit einer entsprechenden Druckvorrichtung ausgerüstet, die es ermöglicht, eine bestimmte Durchflußgeschwindigkeit der beweglichen Phase zu unterhalten. Alle Teile der Apparatur haben Normalschliff und sind durch Gefäße mit verdünnter Lauge von der Luft isoliert. Säule, Behälter, Bürette und der Scheidetrichter zur Bereitung der Phasen werden durch Wassermäntel temperiert. M a t e r i a l i e n u n d R e a g e n t i e n : Silikagel (nach GORDON U. Mitarb. [ 2 ] bereitet), gesiebt durch ein 100-Maschen-Sieb und 16 Stunden bei 110° getrocknet; Petrol-

230

SANDEV und CHOBANOV, Bestimmung der organischen Säuren in Gärfuttern

äther = 1,3650), über Natronlauge destilliert; Aceton (n^J = 1,3600), über Kalziumoxyd destilliert; Indikatorlösung von Phenolphthalein in absolutem Äthylalkohol (0,3 g/1), mit 0,1 n-Lösung bis zur schwachen Rosafärbung heiß neutralisiert; 0,01 n-Kalilaugelösung in 96% Äthylalkohol (Titrierlösung). B e r e i t u n g d e r P h a s e n u n d F ü l l e n der S ä u l e : In einen Scheidetrichter mit Wassermantel wird ein bestimmtes Volumen der Lösungsmittel in nachstehender Reihenfolge gebracht: Petroläther 110 ml, Aceton 80 ml, Wasser 10 ml. Das Gleichgewicht der Phasen wird durch energisches Schütteln (bis zur Sättigung) hergestellt und das Gemisch, bis zur vollständigen Klärung der Phasen, bei 20° stehengelassen. Es wird das Volumen der unteren Phase in einem Meßzylinder von entsprechender Größe abgelesen. Dieses muß 25,5 ml betragen und dient zur Kontrolle, ob die Phasen richtig bereitet sind. Das Füllen der Säule erfolgt am besten in der von ZBINOVSKY [6] beschriebenen Weise, wobei man sehr gleichmäßige Zonen erhält. Im Becherglas werden 2 ml der stationären Phase abgemessen und rasch 4 g Silikagel zugesetzt. Das Becherglas wird in einem Gefäß mit Kaltwasser gekühlt. Das Gel wird mit einem Glasstäbchen so lange rasch gerührt, bis die größeren Teilchen zerschlagen sind und das Material nicht mehr an den Gefäßwänden haften bleibt. Das Material kommt dann in eine Reibschale und wird durch Zerreiben homogenisiert. Danach wird es mit einer solchen Menge beweglicher Phase versetzt, daß es nach kurzem Rühren keine Klumpen enthält, und dann erneut mit einer Portion von ungefähr 60 ml beweglicher Phase versetzt. Diese Arbeitsgänge sind in möglichst kürzester Zeit auszuführen. Die Art des Trägers und dessen Gleichgewicht mit der beweglichen Phase hängt von der Menge der aufgenommenen inneren Phase ab. Das obenangegebene Volumen innerer Phase (2 ml) ist nicht kritisch und kann je nach den Eigenschaften der Gelpartie variieren. Wesentlich ist in diesem Fall, daß das Material entsprechend aufgequollen ist, damit die nachstehend angegebenen Bedingungen zur Füllung der Säule und chromatographischen Trennung erfüllt werden können. Die Säule wird bis zu einer bestimmten Höhe mit beweglicher Phase gefüllt. Der Hahn muß hierbei geschlossen sein. Mit Hilfe einer mit Gummiball versehenen Pipette werden aus der Reibschale 10 ml Gel entnommen und in die Säule übertragen. Hierbei muß darauf geachtet werden, daß das Ende der Pipette stets unter dem Phasenniveau in der Säule bleibt, damit, keine Luft hineingebracht wird. Wenn die Gelteilchen den in der Säule über dem Hahn befindlichen Filter erreichen, wird der Hahn geöffnet und im oberen Teil der Säule ein Druck von etwa 40 mm Hg bewirkt, der das Material zusammendrückt. Danach wird in derselben Weise eine neue Portion (etwa 10 ml) Gel hineingebracht. Zum besseren Füllen der Säule empfiehlt es sich, sofort nach dem Einbringen einer Portion das Material mit einem Glasstäbchen zu rühren, um die im Material evtl. vorhandene Luft zu vertreiben. So überträgt man portionsweise den ganzen Inhalt aus der Reibschale in die Säule. Dies muß jedoch in möglichst kürzester Zeit geschehen. Sodann werden einige, dem Innendurchmesser der Säule gut angepaßte, Filterpapierscheiben auf das Silikagel gelegt und diese mit Hilfe eines Glasstäbchens mit kolbenartig verdicktem Ende (muß genau in die Säule passen) auf das Material gepreßt. Für den Zweck dieser Analyse muß die Säulenhöhe 10 cm sein. Die Druckvorrichtung wird dann so eingestellt, daß die Durchflußgeschwindigkeit etwa 10 Tropfen in 16—20 Sekunden beträgt.

Archiv für Tiereroährung, Band 13, Heft 4,1963

231

V o r b e r e i t u n g u n d A u f t r a g e n d e r P r o b e auf d i e S ä u l e Der Gärfutterauszug wird in derselben Weise bereitet, wie bei der Bestimmung der Säuren im Gärfutter nach Lepper: Man überträgt von der geschnittenen mittleren Gärfutterprobe 200 g in ein geeignetes Gefäß mit Marke (bis 2 1 Inhalt), gießt bis zur Marke Wasser nach, schüttelt kräftig, gibt einige Tropfen Toluol dazu und läßt das Ganze eine Nacht abstehen. Der Auszug wird filtriert, und vom klaren Filtrat werden 5 ml in ein entsprechend großes, dickwandiges Reagenzglas mit Normalschliff abgemessen. Das Volumen des Filtrats hängt von der Säurenkonzentration im Auszug ab. Dem Filtrat wird ein Tropfen l%iges Phenolphthalein zugesetzt und das Filtrat mit 0,1 n-Natronlaugelösung, die tropfenweise hineinzugeben ist, neutralisiert. Die Flüssigkeit im Reagenzglas wird durch Luftstrom, unter Erhitzen im Wasserbad, bis zur Trockne des Materials verdunstet und der Rückstand mit mehreren Tropfen (0,2 ml) Aceton und 0,5 ml beweglicher Phase versetzt. Man rührt den Inhalt mit einem Glasstab, der etwa 2 bis 3 cm länger als das Reagenzglas sein muß, gut durch, gibt 2 Tropfen (etwa 20 mg) konzentrierte Schwefelsäure hinein und setzt auf das Reagenzglas einen Rückflußkühler auf. Der Glasstab bleibt im Reagenzglas. Die Probe wird 10 Minuten im Wasserbad bei 60—63° erhitzt und der Rückstand durch leichtes Schütteln des Reagenzglases (mit Rückflußkühler und Glasstab) zerkleinert. Danach wird gekühlt, durch den Rückflußkühler 1 ml der beweglichen Phase hineingebracht und wieder gut geschüttelt. Die erhaltene Lösung wird mit Hilfe einer geeigneten Pipette direkt auf die Säule aufgetragen. Auf das Reagenzglas wird erneut der Rückflußkühler aufgesetzt, durch den man eine neue Portion von 1 ml beweglicher Phase hineinbringt. Nachdem die erste Portion in das Silikagel übergegangen ist, wird die zweite Portion auf die Säule aufgetragen. Hierbei darf keine Luft in das Silikagel kommen. Dreimaliges Auswaschen des Reagenzglases genügt zur quantitativen Übertragung der Probe. Etwaige ungelöste Teilchen des Trockenrückstands vom Gärfutterauszug, die auf die Säule geraten, beeinträchtigen die Analyse nicht. T i t r i e r e n d e r F r a k t i o n e n : Das durch die Säule fließende Lösungsmittel gelangt in das Zwischenstück (Sammler), das zum Abmessen der Fraktionen zu je 1 ml dient. Die Fraktionen werden nacheinander in das Titriergefäß abgelassen. Dieses stellt einen isolierten Behälter dar, der mit einem Magnetrührer, einem Ablaßrohr mit Hahn, einem Rohr zum Einführen der Indikatorlösung (in Äthanol), einer Mikrobürette und einem Druckausgleichsrohr ausgerüstet ist. Die Konstruktion des Titriergefäßes gestattet das Neutralisieren jeder Fraktion unter gleichen Bedingungen, ohne Beeinflussung durch das Kohlendioxyd der Luft. Die Indikatorlösung dient nicht nur zum Einbringen des Indikators, sondern auch zur Klärung der Flüssigkeit im Titriergefäß. Der Fehler, der bei einer gegebenen Zone sich einstellt, betrifft das Ablesen der Lösung in der Bürette und den Äquivalenzpunkt (Farbänderung des Indikators) nur am Anfang und Ende des Zonenmaximums, weil die einzelnen Fraktionen, die die Substanz der Zone enthalten, nacheinander in ein und demselben Gefäß titriert werden. So wird unter diesen Arbeitsbedingungen der Fehler vermieden, der sonst beim Titrieren einer großen Anzahl von Fraktionen, jede in einem gesonderten Gefäß, unterläuft. 1 6 Archiv für Tierernährung, Band 13, Heft 4, 1963

232

SANDEV und CHOBANOV, Bestimmung der organischen Säuren in Gärfuttern

Nachdem die Zone titriert worden ist, wird das Gefäß geleert, indem die in demselben befindliche Flüssigkeit durch einen besonderen Hahn mit Hilfe eines Gummiballs herausgeblasen wird. Die in das Gefäß nachströmende Luft wird zum Entfernen des Kohlendioxyds über Natronlaugelösung geleitet. Danach wird erneut eine Portion der Indikatorlösung in das Titriergefäß gebracht und die Titration in der beschriebenen Weise fortgesetzt. E r g e b n i s s e : Durch Verwendung des Systems Petroläther-Aceton-Wasser im Verhältnis 55:40:5 läßt sich die Summe der höheren Fettsäuren — Butter- und Propionsäure — bestimmen. Bei diesem System läßt sich auch die Essigsäure sehr gut bestimmen, während mit der Milchsäure auch die im Gärfutter in geringeren Mengen enthaltene Bernsteinsäure durchläuft (Abb. 1). Die richtige Bewertung der Gärfutter wird dadurch nicht beeinträchtigt, daß die Buttersäure gemeinsam mit der Propionsäure und die Milchsäure zusammen mit den geringen Mengen Bernsteinsäure bestimmt werden. Da die Gärfutter im allgemeinen Buttersäure und Propionsäure nur in unwesentlichen Mengen enthalten, werden sie hauptsächlich nach ihrem Milchsäure- und Essigsäuregehalt bewertet.

10

NUMMER

10

50

40

DER FRAKTIONEN

30

60

70

(Mt)

Abb. 1. Säulenchromatographische Auftrennung der organischen Säuren des Gärfutters im System Petroläther-Aceton-Wasser (55:40:5) Sollte sich jedoch der Buttersäure- und Propionsäuregehalt des Gärfutters als sehr hoch erweisen (bei verdorbenem Gärfutter u. dgl.), kann man die Buttersäure und die Propionsäure mit Hilfe des Systems Petroläther-Aceton-Wasser im Verhältnis 57:38:5 auch getrennt bestimmen. Ein entsprechendes Beispiel zur Trennung der organischen Säuren unter Anwendung dieses Systems ist in Abb. 2 gezeigt. Dieses bezieht sich auf eine Gärfutterprobe mit höherem Buttersäure- und Propionsäuregehalt. Bei Anwendung dieses Systems läßt sich die Milchsäure nicht gut in eine

233

Archiv f ü r Tierernährung, Band 13, H e f t 4 , 1 9 6 3

A b b . 2. Säulenchromatographische A u f t r e n n u n g der Säuren des Gärfutters im System Petroläther-Aceton-Wasser (57:38:5)

kleinere Anzahl von Fraktionen trennen. Es verbleiben noch eine ganze Reihe von Fraktionen. In diesem Fall kann man das System wechseln, nachdem die Buttersäure, Propionsäure und Essigsäure durchgeflossen sind. Im zweiten System steigern wir die Polarität der beweglichen Phase durch Erhöhung dessen Acetongehalts (Petroläther-Aceton-Wasser = 51:44:5). Die bei der parallelen Bestimmung von 2 x 3 Gärfutterproben aus ein und demselben Grubensilo erhaltenen Ergebnisse sind in nachstehender Tabelle wiedergegeben : Gehalt an Milchsäure, Essigsäure und Butter- + Propinsäure in Maissilage Probe

Probe l a Probe l b Probe l c Mittelwert Prozentuale Abweichung v o m Mittelwert Probe 2 a Probe 2 b Probe 2 c Mittelwert Prozentuale Abweichung v o m Mittelwert

Milchsäure

Essigsäure

/o

/o

0,92 0,96 0,89 0,92 ±2,6 0,88 0,92 0,85 0,88 ±2,7

0,64 0,62 0,63 0,63 ±1,2 0,61 0,58 0,57 0,59 ±2,9

Butter+ Propionsäure 0/ /o 0,08 0,09 0,08 0,08 ± 3,8 0,08 0,07 0,08 0,08 ±3,8

I n der hier beschriebenen Weise läßt sich der Gehalt an organischen Säuren in den mit verschiedenen Konservierungsmitteln bereiteten Gärfuttern bestimmen. 16*

234

SANDEV und CHOBANOV, Bestimmung der organischen Säuren in Gärfuttern

Zusammenfassung Es ist eine vereinfachte Methode zur Bestimmung der organischen Säuren — Buttersäure, Propionsäure, Essigsäure und Milchsäure — in Gärfuttern durch Flüssigkeits-Verteilungschromatographie beschrieben. Der Gärfutterauszug wird in einfacher Weise direkt auf die Silikagelsäure aufgetragen. Bei Anwendung des empfohlenen Systems — Petroläther-Aceton-Wasser im Verhältnis 55:40:5 — werden die Buttersäure und Propionsäure gemeinsam bestimmt. Bei hohem Gehalt an diesen Säuren ist auch ihre getrennte Bestimmung mit Hilfe eines zweiten Systems — Petroläther-Aceton-Wasser im Verhältnis 58:37:5 — möglich, wobei die Trennung der Milchsäure aber unbefriedigend ist. In diesem Fall kann man das System mit einem von höherer Polarität (51:44:5) wechseln. Dies darf aber erst nach der Trennung der Buttersäure, Propionsäure und Essigsäure geschehen. Die Ergebnisse der parallelen Untersuchung von zwei Maissilageproben haben gezeigt, daß die Reproduzierbarkeit der Resultate bei dieser Methode unter i 4% beträgt. Literaturverzeichnis [1] CHOBANOV, D.: Liquid-liquid chromatography of dicarboxylic acids in presence of pelargonic acid and ,,azelao"-glyzerides — Comptes rendus de l'Acad. bulg. des Sei. — Tome 14, N 2, 155, 1961 [2] GORDON, A . H . , A . J . P . M A R T I N a n d R . L . M . SINGE: B i o c h . J . 3 7 , 7 9 , 1 9 4 3

[3] LEPPER, W.: Z. f. Tierernähr, und Futtermittelkunde 3, 53, 1939 vgl. W. Lenkeit u. M. Becker — Praktikum der Ernährungsphysiologie der Haustiere, Göttingen 1949 [4] L E S S A R D , J . R . , R . A . BRIGGS u n d J . V . SCALETTI: — C a n a d . J . P l a n t S e i . — 4 1 ; 5 0 7 ,

1961 [5] SANDEV, S., D. CHOBANOV and T. DARDJONOV: Simplified chromatographic deter-

mination of volatile acids in rumen fluid — Comptes rendus de l'Acad. bulg. des Sei. — Tome 16, N 1, 53, 1963 [6] ZBINOVSKY, VL.: - Anal. Chem. - 27, 764, 1955 [7] * Sitzungsprotokoll der Futtermittelanalytiker aus der Arbeitsgemeinschaft „Futterbewertung und Methoden der Futterwertmessung" — Warschau, Mai 1961 Eingegangen: 18. März 1963

235 Aus dem Oskar-Kellner-Institut für Tierernährung Rostock (Direktor: Prof. Dr. Dr. h. c. K. NEHR1NG) W.

JENTSCH u n d R .

SCHIEMANN

Die Verwertung reiner Nährstoffe 5.

Mitteilung

Versuche mit Nährstoffgemischen an Kaninchen und Ratten Zur Beurteilung der Frage, inwieweit die Verwertung der Nährstoffe durch gegenseitige Wechselbeziehungen beeinflußt wird, haben wir im Anschluß an die umfangreichen Untersuchungen über die Verwertung der reinen Nährstoffe [3, 4] eine Reihe von Versuchen mit Mischungen reiner Nährstoffe an Kaninchen und Ratten ausgeführt. Aus der Gegenüberstellung der gefundenen Verwertungsgrößen für die Nährstoffmischungen und der auf Grund der Ergebnisse der reinen Nährstoffe errechneten Verwertungsgrößen sollte ermittelt werden, ob gegenseitige Beeinflussungen in größerem Umfang auftreten. Die Klärung dieser Frage ist für die Bewertung der Futterstoffe von wesentlicher Bedeutung, da beim Vorliegen stärkerer Wechselwirkungen zwischen den Nährstoffen eine eindeutige energetische Bewertung von e i n z e l n e n Futterstoffen nicht möglich ist. Selbstverständlich muß vorausgesetzt werden, daß die Grundfutterration die stofflichen Bedürfnisse des Tieres für die Erhaltungsfunktionen vollständig deckt; denn bei mangelhaften Grundfutterrationen ist a priori zu erwarten, daß durch Zulage bestimmter Nährstoffmischungen eine Verwertungsverbesserung der Grundfutterration auftritt und damit bei Anwendung des Differenzverfahrens nicht die eigentliche Wirkung der Zulage unter den Bedingungen der Fettmast ausgewachsener Tiere gemessen wird. Bei der Durchsicht der Literatur stießen wir auf eine Arbeit von F O R B E S und S W I F T [ 1 ] , die u. a. auf Grund von Versuchen mit Ratten, an die sie Mischungen bestimmter Nährstoffe verfütterten, zu der Ansicht kommen, daß die Verwertung der Nährstoffe von ihrer Kombination bei der Verfütterung abhängt und demzufolge eine Bewertung nur für Futterrationen möglich ist. So bestimmten sie in Versuchen mit jeweils 12 Ratten unter Anwendung des Differenzverfahrens — allerdings bei nur 7stündiger Messung des Gaswechsels der Tiere — folgende Verwertungskoeffizienten für Rindprotein (I), Schweineschmalz (II) und Cerelose (aufgeschlossene Maisstärke) (III), sowie Mischungen dieser Nährstoffe: Nährstoff bzw. Mischung I II III I I I II

+ + + +

11 III II + HI III

Verwertungskoeffizienten gemessen 57,3 83,4 79,3 86,9 73,1 79,7 87,4

berechnet

Differenz zwischen gemessen und berechnet

— —

66,9 66,4 71,2 83,7

+ 20,0 + 6,7 + 8,5 + 3,7

Nach diesen Ergebnissen ist die Verwertung bei allen verabreichten Mischungen höher als errechnet. (Der für die proteinfreie Mischung von F O R B E S und S W I F T berechnete Wert von 83,7 liegt höher als die Verwertungskoeffizienten der beiden Mischungskomponenten, ohne daß dafür in der Veröffentlichung eine Erklärung gegeben ist.)

236

JENTSCH und SCHIEMANN, Verwertung reiner Nährstoffe

In unseren Gesamtstoffwechselversuchen, die mit ausgewachsenen männlichen Albinoratten (Wistar) und ausgewachsenen Kaninchen der Rassen „Kleinchinchilla" und „Blaue Wiener" beiderlei Geschlechts durchgeführt wurden, kam das vollständige Differenzverfahren analog den Versuchen mit den isoliert verabreichten reinen Nährstoffen [3] zur Anwendung. Bezüglich Einzelheiten der Versuchsmethodik, Versuchsauswertung und der chemischen Zusammensetzung der Nährstoffe wird auf frühere Veröffentlichungen [2, 3] verwiesen. Die Grundfutterrationen hatten bei den Versuchen mit Ratten die gleiche Zusammensetzung wie bei den Versuchen mit den isoliert zugelegten reinen Nährstoffen (Rohproteingehalt: 17 bis 19%; Rohfasergehalt: 3,7 bis 5,2%). Bei den Kaninchenversuchen war die Grundfutterration ebenfalls vielseitig und im Prinzip wie bei den Versuchen mit den isoliert verabreichten reinen Nährstoffen zusammengestellt. (Rohproteingehalt: 17 bis 18%; Rohfasergehalt: 11 bis 14%). Folgende Nährstoffe wurden in bestimmten Mischungsverhältnissen verabreicht: Früher [3] ermittelte Verwertungskoeffizienten

Abkürzung

Dorschmehlprotein Erdnußöl aufgeschlossene Kartoffelstärke (Rubaquell) Saccharose

Kaninchen

Ratten

(P) (F)

60,8 ± 1,3 92,8 ± 1,2

63,6 ± 1,7 83,1 ± 1,5

(S) (Z)

67,0 ± 1,9 70,1 ± 1,3

75,5 ± 1,2 73,3 ± 1,6

Die Nährstoffkombinationen, deren Verwertung bestimmt wurde, sind in der nachstehenden Übersicht zusammengestellt:

IMVil lcsrLnUnUnUCr g

I II III IV V VI VII VIII

Mischungsverhältnis * P F S Z

2 2 IVs 1 1 1 1 0

0:1 0:2 0:1V, 2:1 1:2 1:0 0:3 2:0

1 0 l1/, 0 0 2 0 2

Zahl der Versuche Ratten

Kaninchen

13

12

8 —

13 21 5 —

8

—

6

11 11 6 6 6

* Bezugsbasis ist die verdauliche Energie; ein Mischungsverhältnis von 1 : 1 : 1 : 1 entspricht folgenden Zulagenhöhen in g : a) Kaninchen 4,5:2,6:6,0:6,3; b) Ratten 0,5:0,3:0,65:0,69

In Tabelle 1 sind die für den Energieumsatz der Nährstoffkombinationen bestimmten Werte den berechneten gegenübergestellt. Bei der V e r d a u l i c h k e i t ergeben sich für Kaninchen gerichtete Differenzen zwischen den Meßwerten und den berechneten Werten, während bei Ratten die Differenzen innerhalb der Fehlergrenze liegen. Die Ursachen hierfür liegen darin, daß bei

Archiv f ü r Tierernährung, Band 13, Heft 4, 1963

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