Histofisiología de moluscos bivalvos marinos 8400086333, 9788400086336

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HISTOFISIOLOGÍA DE MOLUSCOS BIVALVOS MARINOS

BIBLIOTECA DE CIENCIAS, 31

EDUARDO CARGNIN-FERREIRA Y CARMEN SARASQUETE

HISTOFISIOLOGÍA DE MOLUSCOS BIVALVOS MARINOS

CONSEJO SUPERIOR DE INVESTIGACIONES CIENTÍFICAS MADRID, 2008

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CONSEJO SUPERIOR DE INVESTIGACIONES CIENTÍFICAS

© CSIC © Eduardo Cargnin-Ferreira, Carmen Sarasquete NIPO: 653-07-133-2 ISBN: 978-84-00-08633-6 Depósito Legal: M-12551-2008 Impreso en: Estilo Estugraf Impresores, S.L. Pol. Ind. Los Huertecillos - nave 13 - 28350 Ciempozuelos (Madrid) Impreso en España. Printed in Spain

ÍNDICE GENERAL

1. INTRODUCCIÓN ..............................................................................................

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2. METODOLOGÍA ..............................................................................................

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2.1. 2.2. 2.3. 2.4.

Material biológico y preparación de muestras ............................................ Métodos histológicos .................................................................................. Técnicas histoquímicas ................................................................................ Tratamiento de imágenes ............................................................................

13 14 18 19

3. DESCRIPCIÓN HISTOFISIOLÓGICA ........................................................

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3.1. 3.2. 3.3. 3.4. 3.5. 3.6.

Sistema respiratorio...................................................................................... Sistema digestivo.......................................................................................... Sistema cardio-circulatorio .......................................................................... Sistema excretor .......................................................................................... Sistema neuro-endocrino y reproductor ...................................................... Manto y músculo..........................................................................................

21 26 39 48 55 70

4. RESUMEN ..........................................................................................................

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5. AGRADECIMIENTOS......................................................................................

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6. BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................

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1. INTRODUCCIÓN

El ritmo actual de crecimiento pro gresivo en la explotación y cultivo de recursos naturales marinos, y su capacidad para satisf acer la demanda mundial de alimentos de una población creciente, dependen del logro de un modelo sostenible que minimice el impacto ambiental en los ecosistemas. Los recursos naturales vivos son las especies animales y vegetales objeto de explotación para la obtención de alimento, piensos y fer tilizantes, entre otros productos. La explotación de los recursos marinos tiene gran importancia económica y social en todo el mundo, ya que es motor de la economía local y regional y produce grandes ingresos en muchos países. La pesca es una actividad basada en la extracción de recursos vivos marinos, en principio renovables, y que durante muchos años parecían inagotables. Durante siglos fue una de las pocas actividades capaces de asentar a la población en un medio como el litoral. La pesca se consolidó como una acti vidad artesanal, en la que las técnicas se transmitían de generación en generación, y la e xplotación del mar mantenía unos niveles que no llegaban a suponer una amenaza para la reno vación de las especies. Dentro de las distintas actividades pesqueras, destacaba por su carácter tradicional, el marisqueo a pie o en embarcaciones de reducidas dimensiones, de carácter familiar y con un limitado número de tripulantes. En la actualidad, paralelamente y progresivamente al desarrollo industrial y a los avances tecnológicos, el cultivo, la explotación y el consumo de moluscos marinos, ha experimentado un creciente incremento a nivel mundial, tanto de las especies procedentes de la Malacocultura, como de la e xplotación de bancos naturales. Según datos actuales de la F AO, la producción mundial de moluscos cultivados representa un 21,4%, frente a un 48,1% de peces, 23,5% de v egetales,

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1. Introducción

6,3% de crustáceos y 0,7% de anfibios y reptiles (APROMAR, 2007). En España, la actividad marisquera relacionada con la e xplotación y culti vo de moluscos bivalvos constituye, en algunas localidades litorales, una de las principales fuentes de proteína animal para consumo propio o para su comercialización. Durante 2005 y según datos de la Consejería de Agricultura y Pesca de la Junta de Andalucía, de las 69.534 Tm de recursos marinos capturados en la comunidad andaluza, 12.600 Tm correspondieron a moluscos, lo que supone un 18,2% de las capturas totales, frente al 79,3% de peces y al 2,5% de cr ustáceos. Dentro del grupo de moluscos destacan bivalvos como la chirla, Chamelea gallina, especie que supone el 32% (4.056 Tm) del tonelaje total de moluscos, y cefalópodos como el pulpo, Octopus vulgaris y el choco, Sepia officinalis cuyas capturas ascendieron a 4.874 Tm, que representan un 38% del total. La clase Bivalvia comprende a los moluscos que presentan simetría bilateral sin una bolsa visceral dorsal. El te gumento forma, a ambos lados, un plie gue o manto que envuelve al cuer po y sobre el que se desar rolla una concha con dos valvas (Bivalvos). Son acéfalos, dado que no presentan una cabeza for mada. El pie está comprimido lateralmente en forma de hacha, por ello también son llamados Pelecípodos. Las branquias, que tienen for ma de lámina muy desar rollada, también dan a este g rupo el nombre de Lamelibranquios. En general, son or ganismos excavadores y todos ellos acuáticos (Grassé et al., 1976). Se conocen más de 8.000 especies de moluscos bivalvos, de las cuales alrededor de 7.500 son marinas. En el Mediterráneo se han descrito 390 especies. Los bivalvos marinos poseen un sustancial interés, dado que la mayoría de ellos son consumidos en g ran cantidad por la población humana (Riedl, 1986; Gosling, 2003). Su impor tancia como recurso alimentario data de al menos 2.000 años a.C. en las ci vilizaciones orientales y alrededor de 400 años a.C. en el Imperio Romano. Los bivalvos eran además utilizados como her ramienta en la industria cerámica del oeste mediterráneo, en la llamada Fase Cardinal del Neolítico Inicial (Burrell, 1985; Manzi, 1985; Tykot, 1994, 2002; Gosling, 2003). Hoy en día, la importancia económico-comercial y social del cultivo y explotación de moluscos bivalvos como fuente de recursos naturales es toda vía destacada en los núcleos de pob lación costera, incluida su e xplotación en Parques Naturales, debido a sus f avorables condiciones naturales (Arias, 2005; Nar váez et al., 2002; Cargnin-Ferreira, 2005). Sin embargo, los ecosistemas naturales donde se e xplotan estos recursos vivos, pueden ser un sumidero de residuos de todo tipo, destacando por su impacto ambiental los de origen antrópico que, paralelamente, se incrementan con el desar rollo urbano, ag rícola e industrial. El impacto ambiental puede ser debido al aumento de la densidad de población, a veces en condiciones ambientales casi límites, a la introducción de especies foráneas que favorece la presencia de nuevos depredadores y patógenos, y a la modif icación física de las zonas estuáricas mediante dragados, construcción de diques y escolleras o por el vertido de fertilizan-

1. Introducción

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tes, contaminantes, etc. Además del impacto ecológico que puedan producir determinadas actividades antrópicas a lar go plazo (ecosistema, comunidad , población), sus efectos pueden evidenciarse a corto plazo en los or ganismos, a través del estudio de biomarcadores o respuestas moleculares, bioquímicas, celulares, etc. Existen numerosas publicaciones sobre la presencia de parasitosis, patologías infecciosas, procesos tumorales y alteraciones celulares relacionados con factores de estrés ambiental en bi valvos comerciales, como ostras, mejillones, etc. (Gutiérrez, 1967, 1977a,b; F igueras, 1987; Gutiér rez & Sarasquete, 1986; Figueras & F igueras, 1987; F isher & F igueras, 1987; F igueras & Villalba, 1988; Figueras & F isher, 1989; Villalba et al., 1999; Ber the et al., 2004; Cremonte et al., 2005). Gran parte de los trabajos realizados a nivel celular inciden en aspectos parciales de la biolo gía de bi valvos, en la caracterización del ciclo reproductor, en histofisiología digestiva; sobre aspectos histoquímicos de la movilización de reser vas entre diferentes ór ganos y tejidos, y pub licaciones o revisiones relacionadas con biomarcadores de efecto y alteraciones tisulares inducidas por xenobióticos (González de Canales et al., 1989, Gimeno et al., 1990; González de Canales & Sarasquete, 1990; Gutiér rez, 1990; Delgado & PérezCamacho, 2002; Sarasquete et al., 1990, 1992a,b,c, 1997; Gimeno et al., 1991, 1992; Blasco et al., 1993, Capeta Da Silva, 1997, Cajaraville et al., 2000; Narváez et al., 2002; Rodríguez de la Rúa et al., 1999, 2002, 2005; Gargnin-Ferreira, 2005) Para estudios biológicos integrados de reproducción, ontogenia, desarrollo, crecimiento, patología e impacto ambiental, la histología es una herramienta muy útil y un excelente biomarcador de efecto, ya que permite identificar estructuras normales y alteraciones celulares, tisulares y sistémicas que se produzcan, tanto por causas genéticas o desconocidas, como por agentes etiopato génicos o inducidos por f actores desencadenantes de estrés ambiental. Paralelamente, mediante el uso de estas aproximaciones celulares, se pueden obtener datos de referencia relacionados con aspectos de edad, crecimiento, reproducción, tamaño mínimo de captura, etc. Sobre la base de los antecedentes señalados, y exceptuando algunas publicaciones recientes (Cargnin-Ferreira et al., 2003; Grizel, 2003), consideramos que todavía existe una gran escasez de trabajos detallados e inte grados relacionados con la morfología e histofisiología de los diferentes órganos/sistemas/tejidos de moluscos en general y de bivalvos comerciales en particular. La gran mayoría de los estudios histológicos publicados se refieren, fundamentalmente, a descripciones parciales o fragmentadas, con un apor te de imágenes y un enfoque histof isiológico relativamente escaso o ine xistente, lo que nos ha moti vado a realizar este atlas histof isiológico en diferentes especies de bivalvos comerciales, cultivados o explotados en las costas españolas. Para ello, se han utilizado técnicas originales, clásicas y/o modificadas de histología e histoquímica, cuy os resultados presentamos de for ma detallada, con un amplio sopor te celular y con un enfoque histof isiológico, no habitual en la bibliografía.

2. METODOLOGÍA EDUARDO CARGNIN-FERREIRA

2.1. MATERIAL BIOLÓGICO Y PREPARACIÓN DE MUESTRAS El material biológico objeto de este estudio ha consistido en ejemplares adultos, sin patologías aparentes macroscópica y microscópicamente, de coquina de fango, Scrobicularia plana, y de otras especies de bi valvos (berberecho, Cerastoderma glaucum; chirla, Chamelea gallina; ostión, Crassostrea gigas; reloj, Dosinia exoleta; mejillón, Mytilus galloprovincialis; ostra, Ostrea edulis; vieira, Pecten maximus; zamburiña, Chlamys varia; almeja fina, Ruditapes decussatus; almeja dorada, Ruditapes aureus y almeja basta, Venus verrucosa), procedentes de las costas de Andalucía, Galicia y Murcia. Los ejemplares de bivalvos capturados fueron mantenidos en tanques de 100 l en el Instituto de Ciencias Marinas de Andalucía. CSIC (ICMAN.CSIC) hasta su utilización, realizándose un proceso de depuración durante 24 h. P asado este tiempo, los ejemplares que mostraron reflejos ner viosos rápidos fueron f ijados para la posterior realización de los estudios histológicos. Las secciones histológicas utilizadas de mejillón, Mytilus galloprovincialis, proceden de los trabajos realizados por el Dr . Gutiérrez conservadas sin teñir, desde los años 60 del siglo pasado, en las colecciones del ICMAN .CSIC. Tras el examen macroscópico, se procedió a la retirada de la masa visceral, que fue sometida a la metodolo gía tradicional de f ijación, inclusión, sección y realización de las técnicas histomorfológicas e histoquímicas de carbohidratos y proteínas. Las muestras fueron f ijadas en Bouin y/o for mol tamponado con fosf atos 0,1 M a pH 7,2 durante un mínimo de 48 horas y la vadas en agua cor riente durante dos horas. Tras una cuidadosa deshidratación en etanol, se utilizó la

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metodología rutinaria para la inclusión en parafina, utilizando como líquido intermediario el xilol (Mar toja & Mar toja-Pierson, 1970) y lle vando a cabo las siguientes pautas: Deshidratación e inclusión en paraf ina: Etanol 70% (mínimo 24 horas), Etanol 80% (45 minutos), Etanol 90% (45 minutos), Etanol absoluto 100% I (45 minutos), Etanol absoluto II (45 minutos), Etanol-Xilol 1/1 (45 minutos), Xilol I (45 minutos), Xilol II (hasta la diafanización del material), Parafina I (toda la noche), Parafina II (1 hora), Parafina III (1 hora). Los bloques se cortaron en un microtomo (Leica RM 2025) y se realizaron cortes seriados de 5-6 µm. Los cor tes se estiraron y reco gieron en un baño termostático a 52 ºC y se montaron sobre por taobjetos gelatinizados para su fácil adhesión (Banckroft & Stevens, 1990). 2.2. MÉTODOS HISTOLÓGICOS En el caso de las muestras incluidas en parafina y tras la obtención de los cortes, se procedió a su desparaf inado e hidratación se gún la metodología rutinaria, utilizando el xilol, como disolv ente de la paraf ina (Martoja & Martoja-Pierson, 1970). Para teñir los cortes se utilizaron las siguientes técnicas histomorfológicas: (I) tricrómico (Gutiérrez, 1967, 1990) y (II) tetracrómico VOF- G.S (Sarasquete & Gutiérrez, 2005) y modif icaciones; Rojo Nuclear/VOF; Cason; P aquín-Goddard; Vanderbilt; Vanderbilt modificado y Hematoxilina/Fucsina Ácida/Tartracina. Asimismo, hemos desarrollado una nueva técnica de tinción histomorfológica que denominamos Gades y describimos a continuación:

2.2.1. – – – –

Gades orange g.................................................... 1 g azul de anilina .......................................... 0,5 g ácido fosfotúngstico ................................ 1 g agua destilada .......................................... 100 ml

Disolver el orange g, el azul de anilina y el ácido fosfotúngstico por separado, después mezclarlos y f iltrar la solución f inal. Teñir durante 5 minutos con rojo nuclear. Lavar con agua de grifo. Teñir durante 15 a 45 minutos el material previamente hidratado y deshidratar rápidamente en alcohol antes del montaje. En los casos en que la fijación fuese hecha con soluciones sin cloruro de mercurio, se debe efectuar una post-f ijación de 24 horas con algún f ijador mercúrico.

2. Metodología

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2.2.2. Cason (Llewellin, 2004) (http://members.pgonline.com/~bryand/StainsFile/stain/conektv/tri_cason.htm) – – – – –

orange g.................................................... 1 g azul de anilina .......................................... 0,5 g fucsina ácida ............................................ 1,5 g ácido fosfotúngstico ................................ 1 g agua destilada .......................................... 100 ml

Disolver el orange g, el azul de anilina, la fucsina ácida y el ácido fosfotúngstico por separado, después mezclarlos y f iltrar la solución f inal. Teñir durante 5 minutos el material previamente hidratado.

2.2.3. Hematoxilina – Fucsina ácida En esta tinción se mantienen todos los protocolos descritos en la tinción Hematoxilina-Eosina, con excepción del colorante Eosina, cuya solución es sustituida por una solución de fucsina ácida 1%.

2.2.4. Hematoxilina – Fucsina ácida – Tartracina En esta tinción se mantienen todos los protocolos descritos en la tinción Hematoxilina-Eosina, con excepción del colorante Eosina cuya solución es cambiada por una solución de fucsina ácida y tar tracina a 1%.

2.2.5. Paquin-Goddard (Llewellyn, 2004)

(http://members.pgonline.com/~bryand/StainsFile/stain/conektv/tri_ paquin_goddard.htm) Solución A – eosina Y.................................................... 0,07 g – floxina ...................................................... 0,03 g – orange g .................................................... 0,01 g – ácido fosfotúngstico .................................. 1 g – agua destilada............................................ 100 ml Solución B – ácido fosfotúngstico .................................. 0,2 g – agua destilada............................................ 100 ml

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Solución C - ácido acético .............................................. 0,4 ml - agua destilada ............................................ 100 ml Solución D - azul de anilina ............................................ 0,4 g - ácido acético .............................................. 1 ml - agua destilada ............................................ 100 ml Teñir las preparaciones en la Solución A durante 5 minutos. Bañarlas en la Solución B durante 5 minutos. La varlas dos veces en la Solución C. Teñirlas en la Solución D durante 5 minutos. La varlas dos veces en la Solución C. Tratarlas durante 5 minutos en la Solución B . Bañarlas por 30 minutos en la Solución C. Lavarlas rápidamente en alcohol 95%. Deshidratar en etanol absoluto rápidamente.

2.2.6. Rojo Nuclear (Martoja & Martoja-Pierson, 1970) – rojo nuclear sólido .................................... 0,1 g – sulfato alumínico ...................................... 5 g – agua destilada............................................ 100 ml Someter a ebullición, dejar enfriar y filtrar. Teñir el material ya hidratado durante 5 minutos. Lavar en agua destilada hasta retirar el e xceso.

2.2.7. Rojo Nuclear – VOF y tetr acrómico VOF/G.S (Gutiérrez, 1967, 1990; Sarasquete & Gutiérrez, 2005) – – – – – – –

verde luz.................................................... 0,2 g orange g .................................................... 0,25 g fucsina ácida.............................................. 0,3 g agua destilada............................................ 50 ml ácido fosfotúngstico .................................. 1 g ácido acético.............................................. 2 ml etanol absoluto .......................................... 100 ml

Para preparar el (I) tricrómico VOF, disolver el verde luz, el orange g y la fucsina ácida en 50 ml de agua destilada a 80-90 ºC. Lle var a temperatura ambiente. Añadir el ácido fosfotúngstico y disolver, añadir el ácido acético y f inalmente el etanol absoluto. Teñir el material ya hidratado durante 3 minutos con

2. Metodología

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rojo nuclear, lavar con agua destilada y posterior mente teñir de 3 a 5 minutos, con tricrómico VOF o tetracrómico-V OF-G.S. La tinción con Rojo Nuclear puede realizarse posteriormente al VOF. Para preparar el (II) tetracrómico VOF-G.S., se disuelven 260 mg de v erde luz, 140 mg de azul de metilo, 500 mg de orange G y 600 mg de fucsina ácida en 100 ml de agua destilada. Se guidamente se añade 1,5 g de ácido fosfotúngstico, 3 ml de ácido acético y 200 ml de etanol absoluto.

2.2.8. VOF modificado – – – – –

verde luz.................................................... 0,2 g orange g .................................................... 0,25 g ácido fosfotúngstico .................................. 1 g ácido acético.............................................. 2 ml etanol absoluto .......................................... 100 ml

Disolver el verde luz y el orange g en 50 ml de agua destilada a 80-90 ºC. Llevar a temperatura ambiente. Añadir el ácido fosfotúngstico y disolv er. Añadir el ácido acético y luego el etanol absoluto. Teñir el material ya hidratado durante 3 minutos.

2.2.9. Vanderbilt (Llewellyn, 2004)

(http://members.pgonline.com/~bryand/StainsFile/stain/many/vanderbilt_ GI.htm) Solución A – ácido acético al 3% Solución B – alcián blue 8GN ...................................... 1 g – ácido acético a 3% .................................... 100 ml – timol ...................................................... 1 cristal Solución C – carbonato de litio al 0,5% Solución D – tartracina .................................................. 1,5 g – etanol absoluto .......................................... 100 ml – ácido acético glacial.................................. 1 ml

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Tratar las preparaciones con la solución A durante 3 minutos. Bañarlas en la solución B durante 5 minutos. Lavarlas bien con agua de grifo. Tratarlas en la solución C durante 1 minuto. La varlas con agua de g rifo. Teñir con hematoxilinaeosina/H-E. Lavar con etanol a 95%. Bañar con etanol absoluto dos v eces durante 1 minuto. Teñir en la solución D durante 30 se gundos.

2.2.10. Vanderbilt modificado En esta tinción se mantienen todos los protocolos descritos en la técnica original de Vanderbilt, con excepción de la solución de la eosina (H-E), que es sustituida por una solución de fucsina ácida 1%.

2.2.11. Van Gieson (Llewellyn, 2004)

(http://members.pgonline.com/~bryand/StainsFile/stain/conektv/vangies.htm) Solución de Van Gieson – Ácido pícrico saturado en agua ................ 100 ml – Fucsina ácida 1% en agua ........................ 5-15 ml

Hidratar las secciones en agua. Teñir los núcleos con un colorante ácido resistente. Lavar bien en agua. Bañar en la solución de Van Gieson de 3 a 5 minutos.

2.3. TÉCNICAS HISTOQUÍMICAS Se realizaron las siguientes técnicas histoquímicas para conf irmar los resultados obtenidos por las técnicas tricrómicas y , en algunos casos, identif icar la presencia de carbohidratos, proteínas y calcio, como se detalla a continuación.

2.3.1. Azul de Mercurio-Bromofenol/Proteínas Totales (Pearse, 1985) – cloruro de mercurio .................................. 0,4 g – ácido acético 2% ...................................... 40 ml – azul de bromofenol .................................. 25 mg Disolver el cloruro de mercurio en la solución de ácido acético y en seguida el azul de bromofenol. Teñir las preparaciones previamente hidratadas con la solución mercurio-bromofenol de 15 a 60 minutos a temperatura ambiente. La var

2. Metodología

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dos veces con una solución acética a 0,5% durante 5 minutos. Deshidratar rápidamente en etanol absoluto.

2.3.2. Rojo de Alizarina/Calcio (Martoja & Martoja-Pierson, 1970) – rojo de alizarina ........................................ 2 g – agua destilada............................................ 100 ml Ajustar el pH de la solución acuosa de rojo de alizarina entre 4,1 y 4,3 mediante adición de amoníaco. Teñir con la solución de 30 se gundos a 5 minutos, se gún los casos. Secar con papel absorbente. Deshidratar con acetona durante 20 se gundos.

2.3.3. PAS/Carbohidratos (Martoja & Martoja-Pierson, 1970) Solución A – ácido periódico.......................................... 1 g – agua destilada............................................100 ml Solución B (reactivo de Schiff) – fucsina básica ............................................ 1 g – metabisulfito sódico.................................. 1,9 g – ácido clorhídrico 0,15N ............................ 100 ml – carbón activo ............................................ 0,5 g Dejar que la solución se decolore, agitando de v ez en cuando; cuando ha ya una casi total decoloración (12-24 horas), añadir el carbón acti vo. Tratar las preparaciones durante 10 minutos con la solución de ácido periódico. Lavar con agua de grifo durante 10 minutos. A continuación, enjuagar rápidamente con agua destilada. Tratar con el reacti vo de Schiff durante 10 minutos. Volver a enjuagarlas con agua destilada y pasarlas por un la vado abundante de agua corriente.

2.4. TRATAMIENTO DE LAS IMÁGENES Las imágenes fueron obtenidas mediante un microscopio óptico (Leitz, modelo Diaplan) con cámara digital acoplada (Spot Insight, modelo 3.2.0). El programa utilizado para la captación y posterior tratamiento de las imágenes fue el Spot Advanced (versión 4.0). El tratamiento f inal y maquetación de las fotomicrografías fue efectuado con el programa Powerpoint.

3. DESCRIPCIÓN HISTOFISIOLÓGICA CARMEN SARASQUETE

Los autores muestran, en for ma de atlas, los resultados del estudio histológico-histoquímico realizado, incluyendo una breve introducción de cada sistema orgánico y tisular-celular, con aportaciones exclusivamente propias, las cuales se describen mediante una amplia secuencia de fotomicro grafías (figuras 1 a 71) procedentes de secciones histológicas de diferentes porciones anatómicas de las siguientes especies de moluscos bi valvos marinos comerciales procedentes de las costas españolas: berberecho, Cerastoderma glaucum; chirla, Chamelea gallina; ostión, Crassostrea gigas; reloj, Dosinia exoleta; mejillón, Mytilus galloprovincialis; ostra, Ostrea edulis; zamburiña, Chlamys varia; vieira, Pecten maximus, almeja fina, Ruditapes decussatus; almeja dorada, Ruditapes aureus y almeja basta, Venus verrucosa. Esta aportación anatomo-histológica pictórica se realiza con un enfoque fundamentalmente f isiológico, y sobre la base de la amplia bibliografía comparada disponible en vertebrados, pero reducida en invertebrados en general y en moluscos bivalvos en particular.

3.1. SISTEMA RESPIRATORIO El sistema respiratorio de los Lamelibranquios está formado principalmente por las branquias, aunque el manto, por su característica laminar y muy v ascularizada, también participa en el intercambio gaseoso. Las branquias de bivalvos presentan una analo gía evolutiva en su ar quitectura tisular, mostrando un aumento en la relación área-v olumen. Son estructuras extremadamente delicadas en forma de hoja perforada rica en cilios, y esta característica laminar y ciliar

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proporciona al órgano respiratorio una alta eficiencia en el intercambio de gases entre el ambiente externo y el interior del organismo. Pero además de la específica función respiratoria, las branquias son ór ganos relacionados con otras funciones importantes: simbiosis bacteriana (Southward, 1986), hematopoyesis (Le Pennec et al., 2003) y absorción de nutrientes (Ne well & Jordan, 1983; Wright, 1987). Las branquias también son un impor tante órgano digestivo (Kellogg, 1915; Owen, 1966b; Beninger & Le P ennec, 1991; Newell & Langdon, 1996), debido a que por su arquitectura peculiar realizan una función de tamiz. Al pasar el agua por las lamelas branquiales dentro de la ca vidad paleal, las par tículas con un deter minado tamaño son retenidas y transportadas por los cilios hasta los palpos labiales y de éstos a la boca. En resumen, las branquias cumplen funciones mixtas de respiración, osmoregulación, excreción y digestión. Las fotomicrografías del sistema respiratorio de diferentes especies de bivalvos se muestran en las f iguras 1 a 3.

3. Descripción histofisiológica

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Branquia. Ruditapes aureus, Gades, 100x. (Fig. 1) Sección histológica transv ersal de las lamelas ascendentes de una demibranquia de una coquina f ina. Se puede notar un alto metabolismo en este órgano representado por los v asos lamelares (vl) y los v asos lamelares auxiliares (vla), además del escaso estroma, denominado esqueleto f ilamentar (flechas). Se observa también la musculatura branquial (mb) e interlamelar (mi), que son las responsables de los movimientos de las branquias durante el proceso respiratorio extracelular, así como cuando se produce el cierre de las valvas del organismo. Las dos lamelas branquiales están unidas por una delicada estr uctura, la unión interlamelar (ji), compuesta por musculatura lisa y escaso tejido conectivo. En el espacio comprendido entre dos uniones interlamelares se localiza una amplia luz denominada tubo de agua, por donde circula el agua internamente en la branquia.

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Plica branquial. Scrobicularia plana, Gades, 250x. (Fig. 2) Detalle en sección frontal de una plica branquial (p) entre dos hendiduras plicales (hp). Se pueden obser var numerosos ostia (o) y la g ran cantidad de senos plicales (sp) y un vaso lamelar (vl) que garantizan un intercambio optimizado de gases entre el organismo y el medio externo.

3. Descripción histofisiológica

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Filamentos branquiales. Ostrea edulis, Paquin-Goddard, 400x (a); Cerastoderma glaucum, Gades, 400x (b). (Fig. 3) Estas dos fotomicrografías representan cortes longitudinales de filamentos ordinarios (fo) en dos especies de bivalvos. En el epitelio branquial se evidencian, al menos, dos tipos celulares Las células acidóf ilas (ca), que aparecen en pequeña cantidad y son fuer temente eosinófilas y par ticipan, posiblemente, en la síntesis proteica y no como células de revestimiento. Las células basófilas (cb), muy numerosas, serían las responsables del revestimiento del órgano. El soporte físico y nutricional de cada filamento es aportado por un tejido conectivo (tc) fuertemente fibroso, teñido en azul (af inidad por el azul de anilina) y donde se pueden obser var algunos núcleos de los f ibroblastos maduros (f). Obsérvese la gran cantidad de cilios en la fotomicrografía b, clasificados como cilios laterales (cl) que son más largos y cilios frontales (cf) más cor tos. Los cilios tienen una dob le función: por un lado, participan en el transporte de la materia filtrada por los filamentos braquiales hacia los palpos labiales, y por otro, aumentan el flujo de agua entre el manto y la branquia, con el fin de contribuir en el proceso de respiración e xtracelular.

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3.2. SISTEMA DIGESTIVO El sistema digestivo de los Lamelibranquios está constituido por: las branquias, los palpos labiales, el tubo digesti vo, la glándula ane xa (divertículo digestivo) y por un sistema celular y hemocitario compuesto por macróf agosfagotitos (Yonge, 1926) y amebocitos (Narain, 1973). La función principal del sistema digestivo es capturar, seleccionar, ingerir, digerir y absorber los nutrientes necesarios para el desar rollo y mantenimiento del organismo. Los palpos labiales son estructuras pares laminares situadas a ambos lados de la boca (Eble & Scro, 1996). Su f inalidad es seleccionar por tamaño y calidad (Yonge, 1926; Milke & Ward, 2003) las partículas procedentes de las branquias. Las partículas rechazadas forman las pseudo-heces (Bayne et al., 1976). El tubo digestivo está constituido por boca, esóf ago, estómago e intestino. Todas estas estructuras están revestidas por un epitelio, variando la morfología celular dependiendo del ór gano que revisten y soportados por el tejido conectivo de Le ydig. Este tejido conecti vo es un impor tante lugar de almacén de nutrientes (Mathers, 1972). La boca se encuentra en la base de los palpos labiales. El esóf ago presenta un epitelio ciliado rico en mucocitos, que secretan mucosustancias/glicoproteínas neutras y ácidas. Tanto la boca como el esófago realizan una función de transporte y no digestiva. Este transporte es realizado a través del movimiento coordinado de los cilios de su epitelio. La presencia de escasa musculatura alrededor del tubo digestivo hace que los cilios sean los protagonistas de dicho transporte. El estómago es un órgano aplanado, situado entre el esóf ago y el intestino (Gosling, 2003). Está totalmente rodeado por el divertículo digestivo que sintetiza y secreta enzimas digestivas. Es soportado física y nutricionalmente por un tejido conectivo de Leydig (Shaw & Battle, 1957). El estómago está re vestido por un epitelio ciliado. Los cilios par ticipan en funciones cor relacionadas, entre las que destacan: su par ticipación en el mo vimiento del material a digerir dentro del estómago hacia al intestino (Ow en, 1966a); remover el material alimenticio para conse guir un ma yor contacto con las sustancias digesti vas y producir la rotación del estilete presente en su interior . Este estilete es una estructura gelatinosa translúcida originada en la par te posterior del estómago y compuesta por enzimas digesti vas, proteínas y glicoproteínas (K ubomura, 1959; Doyle, 1966; Ow en, 1966 a, b; Halton & Ow en, 1968; Judd , 1979). Además de la función liberadora de enzimas digesti vas (Kubomura, 1959; Halton & Owen, 1968), cuando en el proceso de rotación se produce la r uptura de las partículas ingeridas, el estilete también participa en la abrasión y mezcla de los alimentos (Morton, 1983). El intestino par ticipa en la absorción de nutrientes (Ste wart & Bamford , 1976) y en la digestión enzimática de las par tículas procedentes del estómago y

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del divertículo digestivo (Mathers, 1973 a,b). Esta actividad es realizada, tanto a través de la síntesis de enzimas intestinales, como a través de hemocitos que migran desde la hemolinfa. A través de un proceso de fagocitosis, estas células hemocitarias son importantes agentes de digestión y desempeñan una for ma única de transporte de alimento. En los bivalvos, el divertículo digestivo sigue el plan general encontrado en todos los tipos glandulares de los más diversos grupos animales, presentando un abundante parénquima con estroma apenas visib le. El parénquima es la porción funcional (secretora) formado por los ácinos o unidades secretoras y por los conductos (Gartner & Hiatt, 1997). El parénquima constituy e la porción estructural de la glándula, aquella que conf iere al órgano su morfología típica. Está constituido por fibras reticulares y, en menor medida, por fibras de colágeno. El divertículo digestivo, de origen epitelial, consiste en una serie de túbulos que se ramifican y acaban en un fondo cie go (Yonge, 1926). P or ello, el di vertículo se clasifica como de tipo tub ular-acinoso compuesto. Es el ór gano responsable de la digestión intracelular (Mathers, 1972). Dentro de esta glándula se obser va un flujo bidireccional continuo de material (Owen, 1955). Los materiales finales de la digestión salen de esta glándula apocrina en dirección al estómago, mientras que el material parcialmente digerido o aquel no metabolizado llega desde el estómago, para que a través de un proceso de pinocitosis, sea absorbido por la glándula (Mathers, 1972). La glándula digestiva está localizada íntegramente sobre el estómago, en el cual se abren numerosos ductos que se unen al estómago (Morton, 1983). El epitelio de los ductos es ciliado y el de los conductos presenta micro vellosidades, además de algunas células secretoras, lo que sugiere que estos ductos par ticipan en el procesamiento final, en el que también están implicadas las enzimas producidas por los ácinos. Los ácinos están compuestos por dos tipos celulares: las células digestivas y las células basóf ilas secretoras (Owen, 1972; Gosling, 2003). Las células digestivas son las más abundantes y poseen una forma más cilíndrica. Presentan en su superficie libre microvellosidades, las cuales, a microscopía óptica, muestran un borde en cepillo. Están fuertemente vacuolizadas y son las responsables de la digestión intracelular . Las células secretoras basóf ilas, adoptan una forma piramidal y muestran micro vellosidades, presentando, a microscopía electrónica, un citoplasma rico en retículo endoplasmático y complejo de Golgi. La abundancia de estas estr ucturas sugiere que estas células son acti vas productoras de proteínas. La función de estas células es toda vía desconocida. El divertículo digestivo también desempeña una importante función en el almacén de lípidos y carbohidratos, reservas que serán utilizadas en períodos de estrés fisiológico (Bayne et al., 1976) y en el proceso de gameto génesis. En las figuras 4 a 20 se muestran secciones histológicas de diferencias porciones anatómicas del sistema digestivo de bivalvos comerciales.

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Palpos labiales. Ostrea edulis, Cason, 40x (a) y 250x (b) (Fig. 4) Secciones longitudinales de un palpo labial donde se puede obser var su arquitectura general ( a) y con un ma yor detalle ( b). Los palpos son estr ucturas triangulares, dobles, y dispuestas a ambos lados de la boca, cuya función es la de seleccionar y remover el material a ser digerido, impidiendo que haya saturación en las branquias. Las superficies externas de los palpos externos y las superficies medianas de los palpos internos son lisas o planas (flechas). Las superf icies medianas adyacentes de los palpos externos y las superficies laterales de los palpos internos están plegadas oblicuamente en relación al largo de la estructura (cabeza de flecha). En la figura b se puede apreciar con mayor detalle, parte del palpo interno donde se observa un tejido conectivo areolar (tc) de soporte revestido, a un lado, por un epitelio simple (es) y por el otro, por un epitelio ciliado simple (esc) con cilios (c) de distinto tamaño. La función de estos cilios es la de realizar el transporte del material procedente de las branquias hacia a la boca.

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Tubo digestivo. Ostrea edulis, VOF modificado, 40x. (Fig. 5) Vista parcial del tubo digestivo donde se observa la unión del saco del estilo (se) del estómago con el intestino (i). El estómago es un saco achatado donde se produce la digestión extracelular a través de la acción de diversas enzimas como: lipasas, esterasas, fosf atasas ácidas y alcalinas y endopeptidasas, entre otras. Obsérvese la transición abr upta de la membrana epitelial del estómago, que es muy delgada, y la del intestino (i) que es mucho más g ruesa (flecha). Rodeando al tubo digestivo se encuentra el tejido conecti vo típico, denominado tejido de Leydig (le), en el cual se distinguen g ran cantidad de senos hemolinfáticos (sh) y arterias (a). Se observa una mayor presencia de estos senos debajo del epitelio, ya que este órgano tiene función absortiva, y se incrementa así el traspaso de los nutrientes desde el sistema digestivo hacia el circulatorio.

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Unión gastrointestinal. Crassostrea angulata, H-V OF, 100x y Gades 400x. (Fig. 6) Sección del tubo digestivo mostrando la unión entre el estómago (e) y el intestino (i). Nótese el cambio abrupto de epitelio entre los órganos (flecha). A mayor aumento, los cor respondientes epitelios, donde se obser va un epitelio cilíndrico simple ciliado (c) en el estómago y un epitelio estratif icado con cilios (c) en el intestino. Se aprecia la distinta apariencia de posición de los núcleos (n) en los dos tipos de epitelios.

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Intestino. Ruditapes decussatus, Gades, 250x (a) y 400x (b). (Fig. 7) Estas fotomicrografías muestran secciones histológicas del intestino, donde se observa una luz (l) ir regular y un epitelio v ariable, desde e xtremadamente estratificado en g randes áreas, a pequeñas áreas con un epitelio más delgado. Obsérvese la gran cantidad de glándulas mucosas (gm) en la estr uctura estomacal. Asimismo, destaca la presencia de una f ina capa de musculatura lisa (ml) debajo de la membrana basal. La e xistencia de un componente muscular nos indica un posible peristaltismo en este órgano, que junto con la presencia de cilios, participan en el transporte de alimento a lo largo del tubo digestivo.

Intestino. Crassostrea angulata, VOF modificado, 100x. (Fig. 8) Sección transversal del intestino medio, donde se puede observar un epitelio muy espeso, pseudo-estratificado cilíndrico ciliado (e). En esta sección intestinal se muestra una prominente hendidura mediana y dos laterales (flechas) en el epitelio, demarcando dos tiflosolis (t). Son estr ucturas proyectadas al interior de la luz del órgano, teniendo estos tiflosolis, como función principal la de aumentar el área de absorción intestinal.

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Saco del cristalino-intestino medio. Ruditapes aureus, Gades, 40x. (Fig. 9) Sección transversal de la unión (línea continua) del saco cristalino (sc) con el intestino medio (im). En esta imagen se pueden observar varias zonas con distintos epitelios, además del cristalino (c). Las flechas demarcan el cambio abr upto de los distintos epitelios de revestimiento de esta porción del digestivo. Al presentar distintas capas epiteliales: células A (a), B (b), C (c), D (d) y E (e), se puede suponer que la acti vidad de síntesis y, en consecuencia, la digestión e xtracelular es bastante compleja en los bivalvos.

Células A. Ruditapes aureus, Gades, 1000x. (Fig. 10) Sección transversal de la capa de células tipo A del estómago. Los g randes cilios (c) presentes en esta capa celular sirven para impulsar el movimiento de rotación del estilete contra la placa gástrica, con el fin de auxiliar en la digestión extracelular.

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Células B. Ruditapes aureus, Gades, 400x. (Fig. 11) Fotomicrografía de una sección transv ersal de la capa de células tipo B del estómago, próximo al intestino anterior. Esta capa se caracteriza por presentar un mayor tono azulado del citoplasma. Esta zona es responsab le de la rotación del estilete debido a los cilios (c), e impide que este penetre en el intestino medio. Esta capa celular es secretora, produciendo, posib lemente, el componente enzimático del estilete.

Células C. Ruditapes aureus, Gades, 400x. (Fig. 12) Sección transversal de la capa de células tipo C, localizadas en la unión del saco del estilete con el intestino medio. Esta re gión es responsable de la transferencia de la secreción producida por las capas de células D y E. Este transpor te de secreciones está garantizado por el abundante número de cilios (c) presentes en esta región. Se observa también gran cantidad de núcleos (n) en diferentes posiciones en el citoplasma, confiriendo un aspecto pseudo-estratificado al epitelio.

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Célula D. Ruditapes decussatus, Gades, 400x. (Fig. 13) Sección transversal de parte del tubo digesti vo donde se puede obser var la capa de células D. Esta capa celular junto con la secreción de otras células secretoras constituye la matriz del estilete.

Células E. Ruditapes decussatus, Gades, 400x. (Fig. 14) Fotomicrografía de una sección transversal de la capa de células E (flechas). Estas células presentan una función secretora, observándose gran cantidad de vesículas de e xocitosis. Estos productos de secreción son adicionados al estilete para su posterior utilización en la digestión e xtracelular.

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Placa gástrica. Mytilus galloprovincialis, Hematoxilina-fucsina ácida, 250x. (Fig. 15) Sección longitudinal de la unión del estómago con el intestino (línea continua), donde se puede notar el abrupto cambio del epitelio de revestimiento de los dos ór ganos digestivos. Se puede obser var en el saco del estilete (estómago), una placa gástrica (pg) de estructura quitinosa. Por su naturaleza rígida, debido a su for mación quitinosa, la placa gástrica sir ve de mortero cuando se produce la rotación del estilete cristalino, contribuyendo así, y en gran medida, a la fragmentación del material ingerido. Como se puede obser var (flechas), esta estructura es de naturaleza estratif icada, lo que indica que tiene una formación continuada y secretada por las células inmediatamente subyacentes. En la parte entérica, se puede observar un epitelio digestivo rico en cilios (c) y con numerosas vesículas de exocitosis (ve). Los cilios tienen, probablemente, su soporte físico en el borde cuticular (bc), situado en el plano sub yacente. Las vesículas de exocitosis poseen, posiblemente, un contenido proteico enzimático, que es utilizado en las etapas posteriores de la digestión realizadas a lo lar go del intestino.

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Macrófagos. Mytilus galloprovincialis, Hematoxilina-fucsina Ácida (a) y Vanderbilt (b), 1000x. (Fig. 16) Fotomicrografía de la par te apical de una sección longitudinal del epitelio digestivo del estómago, donde se puede obser var la concentración de un tipo celular recurrente en los bivalvos: los macrófagos (m), que son denominados habitualmente amebocitos o fagocitos. El término macrófago parece más adecuado, e incluye a los fagocitos y amebocitos característicos. Estos macróf agos están formando sincicios, es decir, un único y desarrollado citoplasma con varios núcleos. Las células macrofágicas están constantemente abandonando el tejido epitelial para alcanzar el lumen gástrico (flechas). Aunque en esta sección no se pueden obser var detalles de la presencia de varios núcleos, éstos se distinguen directamente en el microscopio por las distintas posiciones citoplasmáticas que ocupan. En el tubo digesti vo, los macrófagos tienen la función de cooperar en la digestión. Mediante un proceso de f agocitosis, ingieren partículas u organismos microscópicos, los digieren y, a la vez, los liberan en el lumen, para una posterior absorción entérica.

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Divertículo digestivo. Scrobicularia plana, Gades, 40x (a) y 400x (b). (Fig. 17) Sección histológica de la glándula digesti va donde se puede apreciar la ar quitectura glandular. Según la clasificación basada en dicha estructura, este órgano es del tipo túbulo acinar compuesto. Está formada por una porción secretora, o ácinos serosos (a) y por una porción ductal. En esta imagen se obser van los ductos primarios (dp), ductos secundarios (ds) y ductos terciarios (dt). Como en todas las glándulas, el estroma ( e) apenas es visib le. A mayor aumento se pueden apreciar detalles de dos ácinos seccionados transv ersalmente y de un ácino en sección longitudinal que se abre dentro de un ducto (d) con borde estriado (flecha). Las células cuyos citoplasmas están teñidos en azul con tinción vital (azul de metileno) son células digestivas (cd). Las demás células con citoplasma mar rón son las células secretoras (cs). Se evidencia la luz de un ácino (l), así como la unión de un ácino (a) a su ducto (d) indicada a ni vel de la punta de flecha. En la porción superior del epitelio de revestimiento del ducto se obser va el borde en cepillo (bc), cor respondiente, en microscopía de transmisión, a las microvellosidades.

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Ductos secundarios. Ostrea edulis, Rojo nuc lear-VOF, 400x (a) y PaquinGoddard, 250x (b). (Fig. 18) Estas dos fotomicrografías muestran secciones transv ersales de ductos primarios de la glándula digesti va con su prominente luz (l). Aunque su principal función es el transpor te de material entre la glándula digesti va y el estómago, como se observa en estas imágenes, estos ductos también tienen una función de síntesis. Por métodos histoquímicos, como azul de bromofenol, se compr ueba que las células secretoras (cs) sintetizan, fundamentalmente, sustancias proteicas. Como hay un flujo bidireccional entre los ácinos de la glándula digestiva y el estómago, se sugiere que estas sustancias proteicas muestran una actividad enzimática. Estas enzimas, probablemente, ayudan tanto a la digestión en el estómago, como a la absorción de material por el parénquima glandular .

Célula secretora. Ostrea edulis. Paquin-Goddard, 250x. (Fig. 19) Detalle histológico de la disposición de las células secretoras en el epitelio digestivo. Se observa claramente la g ran cantidad de g ránulos de secreción (gs) rosáceos y fuertemente acidófilos en el citoplasma celular. Asimismo, se pueden observar estas mismas células abriéndose en la luz (l) del tubo digestivo (flechas).

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Ducto primario. Ostrea edulis, PAS, 250x. (Fig. 20) Sección transversal de una porción ductal. Mediante la reacción del PAS, se evidencian azúcares neutros, a ni vel de las células mucosas o calicifor mes (flechas). Estas células producen glicosamino glicanos/glicoproteínas neutros, que prote gen mecánica y químicamente al epitelio del tubo digesti vo de la acción de enzimas digestivas producidas en el mismo órgano, o en otras estructuras del sistema digestivo.

3.3. SISTEMA CARDIO-CIRCULATORIO El sistema cardio-circulatorio de los bivalvos, aunque con determinadas peculiaridades interespecíficas, presenta un diseño básico común a otros g rupos animales, caracterizado por un sistema de v asos anastomosados, un líquido acuoso circulante y un vaso diferenciado con función de bomba. El aparato circulatorio está constituido por un circuito de vasos (Ham, 1975) de diversos calibres y espacios vasculares; por un corazón relativamente poco organizado, y por un fluido orgánico denominado hemolinfa, que contiene células libres o hemocitos. El corazón está alojado dentro de un espacio denominado cavidad pericárdica, y que algunos autores denominan erróneamente pericardio. El corazón está constituido por tres cámaras aisladas entre sí: un v entrículo con fibras cardíacas relativamente bien desarrolladas y dos aurículas con paredes finas y fibras musculares de menores dimensiones. Además de disponer de vasos conductores, el sistema circulatorio de los bivalvos es abierto (Hill & Wewlsh, 1966; Eble, 1996), lo que signif ica que la hemolinfa de los senos baña directamente a los tejidos (Jones, 1983) y, de esta forma, se produce un mayor flujo de material

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entre las células y la hemolinf a. Esta red v ascular, junto con el tipo de circulación abierta y la presencia de hemolinfa, cumple un gran número de importantes funciones fisiológicas. Regula el movimiento continuo de los líquidos del or ganismo, facilitando el intercambio de gases y la distribución de nutrientes y hormonas. Por otro lado, a través de los hemocitos, participa en la osmorregulación y en la defensa inmunitaria. El sistema circulatorio, está implicado también en la retirada de CO2 y de diversos catabolitos producidos por las células. En los bivalvos, además, la hemolinf a sirve como un esqueleto hidráulico, propiciando una rigidez temporal en el pie, en los palpos labiales y en los már genes del manto (Gosling, 2003). Las características morfohistológicas y f isiológicas del sistema circulatorio de bivalvos presentadas aquí, nos hacen pensar a priori que, siendo un sistema tan simple, no debería ser muy eficaz. Sin embargo, como es ampliamente conocido, los bivalvos son un grupo distribuido por todos los continentes, con numerosas especies, poniendo de manif iesto así su éxito evolutivo. En las figuras 21 a 29 se muestran diferentes secciones histológicas del sistema cardio-circulatorio de diferentes especies de bivalvos comerciales. Capilares sinusoides. Ostrea edulis, VOF modificado, 400x. (Fig. 21) En esta sección se muestra una extensa red de capilares localizados en la estr uctura basal de una branquia. Son capilares sinusoidales (cs), con amplia luz y sin revestimiento endotelial. Se distribuyen por todo el or ganismo, y especialmente en aquellas regiones donde el intercambio molecular con la hemolinf a es más intenso. Como apenas poseen endotelio, ha y un contacto directo entre la hemolinfa y el tejido circundante. En su interior se observan hemocitos (h) típicos con núcleo excéntrico.

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Senos paliales. Chamelea gallina, VOF modificado, 400x. (Fig. 22) Esta fotomicrografía representa la re gión delgada del manto donde se observa una e xtensa red sinusoidal (rs) con acúmulo de hemocitos (h), como se observa en la par te izquierda de la imagen. Las células epiteliales (ce) del propio manto sirven de revestimiento a los sinusoides.

Capilares. Chamelea gallina, VOF modificado (a) y Cer astoderma glaucum, Gades (b), 400x. (Fig. 23) Estas fotomicrografías ilustran parcialmente las características histológicas diferenciales de algunos tipos de capilares. Los capilares (c) pueden presentar diversos tamaños de luz (l), y mostrar un endotelio de re vestimiento (flecha - f ig. a) o ausencia del mismo en sus paredes (f ig. b). Los capilares pueden v ascularizar tanto regiones densamente pobladas por células (f ig. a), como al tejido muscular (f ibras en amarillo), o irrigar regiones de tejido conectivo rico en matriz fundamental amorf a (material en azul), donde apenas se observan fibroblastos, fibrocitos y fibras conectivas. El capilar sinusoidal observado en la f ig. b se diferencia del seno hemolinfático, por su pequeña luz (l), en relación a los hemocitos presentes en su interior .

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Capilar continuo. Scrobicularia plana, Gades, 1000x. (Fig. 24) Sección transversal de un capilar continuo, con un revestimiento endotelial en toda su extensión, que da lugar a la existencia de una barrera entre la hemolinfa circulante y el tejido que esta siendo v ascularizado. Obsérvese la g ran cantidad de núcleos (ne) presentes en el endotelio. En azul más intenso (flecha) se puede observar un conectivo más f ibroso circundando toda la extensión del capilar.

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Senos y arterias vicerales. Mytilus galloprovincialis, VOF, 100x (a) y 250x (b). (Fig. 25) Secciones histológicas de vasos viscerales donde se observan, a nivel transversal (fig. a) y longitudinal (fig.b) senos (s) y arterias (a) parcialmente rodeados por tejido testicular (t) (f ig. a). Se pueden obser var diferencias impor tantes entre los dos tipos de vasos hemolinfáticos. Las arterias poseen una pared (p) gruesa (transportan hemolinfa con una mayor presión), formada por tejido muscular, separando la hemolinfa de los tejidos circundantes. Los senos carecen de pared produciéndose, de esta forma, un contacto directo entre la hemolinfa y los tejidos contiguos. Debido a la gran luz que presentan estas secciones, se puede suponer que cor respondan a un ramo principal de la aor ta. Como su propio nombre sugiere, esta estr uctura arterial es la responsable de todo el aporte de hemolinfa rica en nutrientes y oxígeno a todo el sistema visceral. Se puede obser var la arteria completamente circundada por el tejido conectivo de Leydig (le). En la figura b se pueden distinguir confluencias de arterias en el ramo principal. Se observan también senos hemolinfáticos de menor calibre, conteniendo hemocitos (h), abriéndose en un amplio seno, y otros senos (flechas) circundando ácinos (ac) de la glándula digesti va.

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Cavidad pericárdica. Ostrea edulis, Gades, 40x. (Fig. 26) Corte sagital de una ostra donde se obser va uno de los tres celomas típicos de los bivalvos: la cavidad pericárdica (cp). Esta cavidad es una cámara con paredes muy delgadas que protege al corazón y le proporciona espacio para su actividad de contracción muscular. Además de esta función, esta cámara recibe el ultrafiltrado de las células e xteriores del atrio (flechas) y su transferencia al canal renopericárdico. Dentro de este celoma se puede obser var el típico corazón de los bivalvos, compuesto por un ventrículo central (ve) y dos aurículas o atrios laterales (a). En los dos atrios, se observan dos grandes vasos (v) procedentes del riñón o de las branquias, dependiendo de la especie.

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Corazón. Crassostrea angulata, Azán, 40x. (Fig. 27) En esta fotomicrografía se muestra el corazón (c) dentro de la ca vidad pericárdica (cp), delimitada por un pericardio parietal (pp). Probab lemente, la cavidad pericárdica está rellena de hemolinfa libre de hemocitos, y permite que el corazón se desplace libremente durante las contracciones. El corazón posee un miocardio poco desarrollado estructuralmente, con f ibras cardiacas (fc) or ganizadas de forma perpendicular. Se observa una prominente válvula (v) en su interior, posibilitando un flujo unidireccional de hemolinf a, además de separar el atrio (a) del v entrículo (ve). La diferencia entre estas dos cámaras se encuentra en los tipos de fibras musculares cardiacas. Mientras el atrio posee muchas fibras de pequeño tamaño; el v entrículo posee g randes y dispersas f ibras cardiacas. Revistiendo al corazón se encuentra un f ino pericardio visceral (pv).

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Corazón. Venus verrucosa, Vanderbilt, 400x. (Fig. 28) En esta sección sagital del corazón se ponen de manif iesto las diferencias existentes entre el miocardio del atrio (a) y del ventrículo (v). Aunque ambas cámaras son de aspecto trabecular , en los atrios, las f ibras cardíacas (fc) for man una red con amplios espacios (e) entre ellas, presentando, por tanto, poca densidad. Sin embargo, el ventrículo posee una población de f ibras cardiacas mucho más grande, y con ma yor densidad, lo que da lugar a que sus espacios (e) sean mucho más reducidos. Esta organización distinta de las poblaciones de las fibras cardiacas, se traduce en que el miocardio v entricular posee una mayor potencia sistólica que el miocardio atrial. Se pueden obser var en esta fotomicrografía las tres capas que constituyen el corazón: el epicardio (ep) que re viste las cámaras; el miocardio (m) responsable de la contracción del ór gano, y el endocardio (en) revistiendo las fibras cardiacas.

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Aorta. Ostrea edulis, Cason, 250x (a), 100x(b). (Fig. 29) En estas dos fotomicrografías se pueden observar las arterias posteriores de una ostra. En la figura a se pone de manifiesto la íntima relación de la aorta con el ventrículo. En la figura b se observa con mayor detalle la estructura de la aorta. Estos vasos poseen una or ganización similar a la que presentan las ar terias en otras especies: una túnica íntima (ti), formada principalmente por el endotelio (e) responsable de su revestimiento y una túnica media (tm), for mada por una capa de musculatura lisa (ml) responsab le de la resistencia de este ór gano a la g ran presión hemolinfática originada en el ventrículo, debido a su contracción. La tercera capa de los vasos, denominada túnica adventicia no está presente, lo que da origen a que la aorta esté directamente unida al conectivo adyacente. Además de la ausencia de esta túnica más e xterna, otra diferencia encontrada entre las aortas de los bivalvos en relación, por ejemplo, con las de vertebrados, es que en los moluscos, las aortas no poseen las túnicas completas, es decir , a lo largo del órgano, muchas veces, no se diferencia el endotelio o la musculatura lisa. Esta circunstancia hace que, en muchas zonas, la túnica media esté directamente en contacto con la hemolinf a (flecha). En la luz de esta estr uctura vascular se pueden observar numerosos hemocitos (h) libres.

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3.4. SISTEMA EXCRETOR El sistema excretor está formado por los riñones y por la glándula pericardial, aunque los productos de e xcreción pueden ser eliminados a tra vés de toda la superficie corporal, y especialmente por las branquias (Ba yne et al., 1976). La glándula pericardial no está presente en todas las especies de bivalvos, lo que podría sugerir que, en algunas especies, ór ganos como las branquias ejercerían un mayor papel en la e xcreción. En bivalvos, como en otros g rupos animales, las estructuras excretoras participan en la regulación química de los fluidos (Bayne et al., 1976) y en el equilibrio de sales (Ham, 1975). Esta re gulación se produce a través de la eliminación de sustancias de desecho procedentes del metabolismo de lípidos y proteínas (ej. amoníaco) y de materiales en exceso (Martin & Herrison, 1966; Paniagua & Nistal, 1983). Además, sustancias útiles de los procesos anabólicos son almacenadas en el interior del or ganismo, bien porque no traspasan la bar rera de f iltración o bien porque son reabsorbidas en el riñón. Debido a esta función de conser vación y eliminación, el sistema e xcretor ayuda a preservar la presión sanguínea, la hemodinámica y el equilibrio ácido-base (Gartner & Hiatt, 1997), y, en consecuencia, mediante la e xcreción se regula el equilibrio homeostático del organismo. En los bivalvos, el sistema excretor realiza tres funciones fundamentales: f iltración, secreción y la reabsorción. La secreción y reabsorción en ór ganos como glándula pericardial y riñones, mientras la filtración implica a una par te del sistema circulatorio y muy probab lemente a la cavidad pericárdica (Martin & Harrison, 1966). En las f iguras 30 a 35 se representan fotomicro grafias diversas del sistema excretor de bivalvos.

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Riñón. Ruditapes aureus, Gades, 40x. (Fig. 30) Sección histológica de una almeja donde se obser va la relación entre el riñón, el músculo aductor (ma) y la gónada (g). El parénquima del riñón está formado por los túbulos renales (tr) y por los conductos renales (cr). La función de estas dos estructuras es la fabricación de un líquido semejante a la orina, a partir del filtrado de la hemolinf a. En el amplio laberinto renal (lr), se obser va un escaso estroma (e), que junto al desar rollado parénquima renal son características típicas de órganos metabólicamente muy acti vos, y siguen el mismo patrón de otros órganos de excreción análogos y homólogos a otros grupos animales.

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Túbulo renal. Scrobicularia plana, VOF II, 400x. (Fig. 31) Sección longitudinal de par te de un túbulo renal donde se obser va la gran cantidad de vesículas apicales (flechas) de origen epitelio-renal. La presencia de estas vesículas de exocitosis sugieren que se producen dos tipos de e xcreción: una de sales en forma iónica disuelta y otra de materiales en forma no-disuelta. Esta característica es particularmente importante cuando en los ultraf iltrados se encuentran sales o sustancias or gánicas cristalinas, que son difíciles de transportar activa o pasivamente, a través de proteínas de transpor te transmembrana.

3. Descripción histofisiológica

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Túbulos renales. Scrobicularia plana, Vanderbilt modificado, 250x. (Fig. 32) En esta fotomicrografía se observan secciones longitudinal y transv ersal de túbulos renales, que junto con los conductos renales son las unidades funcionales del riñón. Los túbulos renales son estr ucturas glandulares exócrinas luminares cuyas células epiteliales poseen grandes vacuolas. Gran parte del parénquima renal está constituido por los túbulos renales altamente enrollados, y con muy poco estroma (e) dentro del llamado saco renal.

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Glándula pericardial – Atrio. Venus verrucosa, Vanderbilt, 100x. (Fig. 33) En esta imagen se observa la íntima relación de la glándula pericardial (gp) y el atrio (a), a tra vés de un istmo (línea continua) dentro de la ca vidad pericárdica (cp). La glándula pericardial tiene origen en el mesotelio (erróneamente denominado epitelio) del pericardio visceral (pv) del atrio, como se puede visualizar en la presencia de un mismo tipo celular en ambas estr ucturas (flechas). Las células epiteliales del pericardio mantienen su función excretora relacionada con la filtración. Los otros dos procesos e xcretores (secreción y reabsorción) son realizados tanto por la glándula pericardial como por los riñones. La presencia de células responsables de la f iltración (mesotelio del pericardio visceral) y de células filtradoras y reabsortivas (glándula pericardial) dentro de la ca vidad pericárdica, sugiere que las sustancias producidas por dichas células son liberadas al celoma.

3. Descripción histofisiológica

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Parénquima pericardial – Cor azón. Scrobicularia plana, Vanderbilt modificado, 100x. (Fig. 34) Esta fotomicrografía pone de manif iesto el contacto íntimo del parénquima pericardial con el corazón (c) rico en hemocitos (flecha). El parénquima de la glándula pericardial está constituido por los senos hemolinfáticos y por los conductos pericardiales (cp) que se abren en la cavidad pericárdica. Como los senos y los conductos pericardiales son estructuras desprovistas de un epitelio de revestimiento, y sus células poseen una disposición er rática, este órgano presenta un aspecto esponjoso, formando lagunas laberínticas. La morfología trabecular permite que haya un incremento en la relación área-v olumen, optimizando la ef iciencia de este órgano en la formación del ultrafiltrado urinario. El ultraf iltrado producido por el paso de la hemolinf a entre las células parenquimales, es directamente liberado en la luz de la ca vidad pericárdica, para su posterior procesamiento químico en los riñones antes de su e xcreción final.

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Parénquima pericardial. Venus verrucosa, Vanderbilt, 1000x. (Fig. 35) El parénquima de la glándula pericardial es rico en glicoconjugados ácidos, debido a su af inidad por el azul alcian (pH 2,5). Esta riqueza en mucinas es también observada en las demás estr ucturas del sistema e xcretor, sugiriendo que hay un alto metabolismo en estas estr ucturas renales. El alto metabolismo glandular requiere un ele vado aporte energético para su funcionamiento normal, lo que podría ser aportado por la porción glucídica de los glicoconjugados. En esta imagen no es posib le diferenciar los ductos pericardiales de los senos hemolinfáticos, debido a la ausencia de diferencias en el epitelio de ambas estructuras. Se observa, sin embargo, un escaso estroma en for ma de red, cuyas fibras sustentan a las células pericardiales. Probab lemente, estas células pericardiales producen el ultraf iltrado a través de los procesos de transpor te con gasto energético.

3. Descripción histofisiológica

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3.5. SISTEMA NEURO-ENDOCRINO Y REPRODUCTOR El sistema nervioso de moluscos bivalvos es fundamentalmente simple, bilateralmente simétrico y constituido por tres pares principales de ganglios (pedal, visceral y cerebral) y varios pares de nervios (Zwann & Mathieu, 1992). Como en otros invertebrados y debido a la doble función nerviosa y hormonal de los ganglios (Lubet & Mathieu, 2003), se ha considerado apropiado denominar al sistema nervioso de bivalvos como “sistema neuro-endocrino”. Esta doble función se debe a la inexistencia de órganos nerviosos y endocrinos independientes, y derivados evolutivamente como glándulas endocrinas y cerebro, inexistentes en estos organismos. Así, la misma red neuronal participa en la formación y transporte de información con base química (hormonas) y electroquímica (impulsos nerviosos). A priori, no se encuentran diferencias en la estr uctura física de las neuronas, siendo difícil diferenciar aquellas que tienen una función hormonal, de las que presentan una función sináptica. Probab lemente, una misma unidad funcional del sistema neuro-endocrino, es decir , la neurona, posee la doble función nerviosa y hormonal. La parte nerviosa tiene como función realizar: (1) la conexión del organismo con el ambiente, a través de la recepción de estímulos externos, su procesamiento interno y una respuesta a estos estímulos, y (2) efectuar la inte gración de los diferentes órganos y tejidos del organismo. La función de la porción hor monal es la de regular las actividades metabólicas en ciertos tejidos y órganos, integrando y coordinando las funciones de todos los sistemas fisiológicos (Burkitt et al., 1994), como la reproducción, crecimiento somático, circulación y re gulación osmótica (Dorsett, 1986), auxiliando de esta forma en la homeostasis (Gartner & Hiatt, 1997). La doble función, sea ner viosa u hormonal, se debe a un proceso par ticularmente bien desar rollado en las neuronas, conocido como “fenómeno de la excitabilidad” (Burkitt et al., 1994). Esta propiedad fundamental deri va de un proceso común entre las células, en las cuales se generan gradientes iónicos distintos entre sus caras inter na y e xterna. Aunque la or ganización del sistema neuro-endocrino no sea tan compleja, como en otros g rupos animales, las características básicas de este sistema en los bi valvos, constituido por neuronas, neurotransmisores y hor monas, podrían ser similares, sugiriendo una estasis evolutiva. Anatómicamente, el sistema ner vioso de los bi valvos está dividido en sistema nervioso central (Tauc, 1966), representado por los ganglios pedal, visceral y cerebral (Gosling, 2003), por los conectores ner viosos y por el sistema periférico. Este sistema periférico está constituido por ganglios secundarios y complejos ganglionares de menor tamaño y ma yor número, y por los ner vios. Los ganglios son las estr ucturas físicas donde se procesa toda la infor mación endógena

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y exógena. Los conectores nerviosos son nervios de mayor tamaño que conectan los ganglios entre sí. Los ner vios conectan los ganglios a los ór ganos efectores, y éstos a los quimio, tacto y fotoreceptores. El sistema reproductor de los Lamelibranquios sigue el plan general de todos los organismos con reproducción se xuada: dos estructuras histológicas distintas responsables de la for mación de los gametos masculinos y femeninos. Estas estructuras gametogénicas pueden estar en el mismo organismo (monoicos) o en organismos distintos (dioicos). Los bi valvos son r-estrategas, produciendo así una gran descendencia. El aparato reproductor de los bivalvos tiene una organización muy sencilla. Está formado por un grupo de túbulos reunidos en una estructura par. Los túbulos se reúnen formando ductos más grandes que convergen a un pequeño gonoducto. Los gametos tienen su origen en las líneas ger minativas del epitelio de los túmulos y ductos del o vario y testículos. Diferentes secciones histológicas del sistema neuro-endocrino se muestran en las figuras 36 a 44, y en las f iguras 45 a 52 se presentan fotomicrografías del sistema reproductor de bivalvos.

3. Descripción histofisiológica

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Sistema neuro-endocrino. Chamelea gallina, Gades, 250x. (Fig. 36) El sistema neuro-endocrino está formado por los ganglios neuro-endocrinos y por los nervios (n), constituyendo los plexos cerebral, podal y visceral. Todos los plexos están conectados entre sí por las cone xiones cerebro-visceral y cerebro-podal. Los ganglios (g) son ag rupaciones discretas más o menos esféricas de pericarion (p) y células satélites (cs) –llamadas er róneamente células gliales– revestidas por una cápsula (c) conectiva. Estas estructuras ganglionares poseen dos regiones: una cortical, donde se encuentran los cuer pos de neuronas o pericarion, y una región medular, el neurópilo (ne), formada por los axones, por dendritas de las células ganglionares, por procesos de las células satélites y por otros axones procedentes de otros ple xos. Los ner vios, en sección transv ersal, son g rupos de axones mielínicos y amielínicos re vestidos por un perineuro. El sistema neuro-endocrino de los bivalvos posee un sistema de defensa semejante, f isiológicamente, a la barrera hematoencefálica de los v ertebrados. Esta barrera se caracteriza por impedir el paso directo de sustancias de la hemolinf a hacia a las neuronas. De esta for ma, las moléculas dañinas que estén circulando a tra vés de la hemolinfa no pueden alcanzar las neuronas y alterar su funcionamiento nor mal. La bar rera denominada neuro-hemolinfática está caracterizada, a microscopía óptica, por la ausencia de senos hemolinfáticos en los ganglios y nervios, y por la existencia de una capa interna en la cápsula conecti va, que es f ina pero muy densa (flechas). Probab lemente, como sucede en la membrana basal, esta capa posee una fina red de fibras con una carga eléctrica total negativa que sirve de barrera de filtración y difusión.

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Ganglio cerebral. Mytilus galloprovincialis, Gades,100x. (Fig. 37) El ganglio cerebral tiene su origen e volutivo en los ganglios cerebral, pleural y bucal. Este ganglio tiene una función motora y sensorial, regulando los músculos aductores, palpos labiales y ór ganos del sentido. En esta imagen se puede constatar la bilateralidad del sistema ner vioso, a través de la presencia del ganglio con dos lóbulos con una comisura mediana (flechas).

Ganglio visceral – Conector cerebro-visceral. Mytilus galloprovincialis, Gades, 100x. (Fig. 38) En esta imagen se puede observar un corte transversal de la porción más distal del ganglio visceral (gv) y el conecti vo cerebro-visceral (cv). Los conectores nerviosos son nervios de mayor calibre, cuyos axones están constituidos por un tipo de neuronas llamadas interneuronas, puesto que conectan otras dos neuronas entre sí. Los conectores ner viosos sirven para relacionar los ganglios neuro-endocrinos y de esta for ma, integrar la infor mación obtenida u originada en las áreas inervadas por los otros ganglios, produciendo una respuesta sincronizada y organizada en todo el or ganismo. Asimismo, se pueden obser var dos pequeños nervios viscerales (nv) que inervan el componente visceral del organismo.

3. Descripción histofisiológica

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Córtex ganglionar. Mytilus galloprovincialis, Gades, 400x. (Fig. 39) El córtex ganglionar está formado por los pericarios y por las células satélites. Los pericarios encontrados en esta zona son de di versa forma y tamaño, posiblemente unipolares, bipolares y multipolares. La distinta morfolo gía de estos cuerpos neuronales (flechas) parece estar ligada a distintas funciones ganglionares, motoras o sensoriales. Las células satélites, muchas v eces también erróneamente denominadas células gliales o neuroglia, son muy abundantes, y constituyen el sopor te físico y nutricional de las células ner viosas. En esta imagen se puede observar la capa inter na de la cápsula constituy ente de la bar rera neurohemolinfática.

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Neuronas neurosecretoras. Scrobicularia plana, Vanderbilt modificado, 400x. (Fig. 40) En esta imagen se muestra una parte de un córtex ganglionar de una coquina. En ella, se pueden obser var dos tipos de neuronas: (1) una con función meramente nerviosa (n) y (2) otra con función secretora. Las neuronas con funciones secretoras producen una serie de productos de naturaleza hor monal denominada genéricamente neurosecreción. En esta figura se observa el acúmulo de neurosecreciones de naturaleza glucídica, e videnciadas por el azul alcian (pH 2,5). La presencia de dos tipos de neuronas indica muy probablemente que existe separación funcional en los ganglios, donde algunas células se responsabilizan de la función nerviosa y otras de la función hormonal. Sin embargo, es importante subrayar que aunque hay neuronas con distintas funciones, las mismas poseen una íntima relación entre sí, con el fin de coordinar las funciones del organismo como un todo.

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Neuronas. Mytilus galloprovincialis, Vanderbilt, 1000x. (Fig. 41) Las neuronas son células que presentan características morfológicas típicas de células muy activas. Poseen un gran tamaño relativo, con un núcleo (n) ovoide eucromatínico bastante desarrollado y un evidente nucleolo (no). Estas características sugieren que estas células podrían par ticipar en la producción de neurohormonas (neuromediadores) y neurotransmisores. En esta sección transv ersal del córtex de un ganglio neurosecretor , al menos, se pueden obser var dos tipos de neuronas: unipolar (nu) y multipolar (nm). Las neuronas unipolares poseen una única prolongación citoplasmática (axon), las multipolares poseen un único axon, pero más de una dendrita. Las neuronas unipolares se caracterizan por tener su pericarion redondeado y las multipolares presentan un aspecto más poligonal. Próximos a las neuronas se obser van los núcleos de las células satélites (cs). Estas células presentan un menor tamaño, un núcleo heterocromático y poseen una función de estroma supliendo física y nutricionalmente al ganglio neurosecretor.

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Nervio. Scrobicularia plana, Gades, 250x. (Fig. 42) Fotomicrografía de un nervio entre el parénquima ovárico, revestido por un perineuro (p) con sus f ibroblastos (f). Los ner vios pueden ser mielínicos, amielínicos y mixtos, como se observa en esta imagen. El nervio posee fibras nerviosas (axones) con v aina de mielina y otras f ibras carentes de esta capa lipoproteica. Las f ibras mielínicas (fm) tienen su capa originada por las células de Schwann (cs). Además de la función de mielinización de las f ibras, estas células contribuyen con el soporte físico y nutricional a las f ibras mielínicas y amielínicas. La textura fibrosa que muestran los nervios se debe a la característica f ibrilar de los axones o f ibras nerviosas (fn).

Inervación del aductor. Mytilus galloprovincialis, Gades, 250x. (Fig. 43) En esta imagen se obser va una rama del ner vio aductor posterior (nap) situado entre el perimisio (p), entre cuatro fascículos (f) de fibras musculares. Este nervio tiene su origen en el ganglio cerebro-visceral y como función, la de realizar el estímulo de contracción y relajamiento del músculo, y conducir los estímulos relacionados con la sensación propioceptiva muscular.

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Nervio. Dosinia exoleta, Impregnación Argéntica, 1000x. (Fig. 44) En los bivalvos, los ner vios son estr ucturas alargadas formadas por f ibras nerviosas o axones, por las células de Schwann (cs). En esta imagen se observan solo sus núcleos y un conectivo formando un perineuro/colágeno y un endoneuro (e)/reticular. Los ner vios poseen f ibras aferentes y eferentes, de tal for ma que una misma estr uctura presenta función sensiti va y motora, respecti vamente. Se pueden también observar dos tipos de fibras nerviosas: mielínicas (fm) y amielínicas (fa).

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Testículo. Cerastoderma glaucum, Gades, 40x. (Fig. 45) Sección de testículo mostrando túb ulos seminíferos (ts) cor tados en varios planos. Los túbulos están constituidos por un epitelio estratif icado en el que se encuentran células en diferentes estadios de desarrollo denominadas series espermatogénicas. Delimitando a los túbulos se encuentran septos de tejido conectivo, cuyas células, probablemente fibromiocitos, son responsables de la expulsión de los espermatozoides (e), debido a su contracción.

3. Descripción histofisiológica

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Túbulo seminífero. Cerastoderma glaucum, Gades, 400x. (Fig. 46) Esta fotomicrografía muestra una sección transv ersal de un túbulo seminífero activo. Los procesos de espermatogénesis y espermiogénesis están sincronizados mediante ondas de acti vidad que se producen de for ma secuencial a lo largo de cada túbulo. Así, están representadas todas las f ases de desarrollo entre espermatogonias (es) y esper matozoides (e). Delimitando cada túb ulo seminífero, se observa un delgado septo (s) for mado por un tenue tejido conecti vo fibroso, probablemente, formado por f ibromiocitos, que realizan el fenómeno de la contractilidad. Esta función contráctil, junto con la presencia de fibras musculares entre los túbulos seminíferos, y la presencia de cilios en el esper miducto son los responsables directos de la liberación de los esper matozoides.

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Unión ducto-testicular. Cerastoderma glaucum, Azán 400x. (Fig. 47) Esta fotomicrografía nos revela la unión entre parte de un túbulo seminífero (ts) y la par te inicial del esper miducto. Obsérvese la gran entrada de los espermatozoides (e) en la luz (l) del ducto, cuyo revestimiento varia desde un epitelio cúbico simple (cs) a un cúbico simple ciliado (csc). Estos cilios par ticipan en el desplazamiento de los esper matozoides desde su for mación hasta el gonóporo.

Ovario. Scrobicularia plana, Gades, 100x. (Fig. 48) El ovario está formado por una serie de folículos ovígeros (fo) donde se encuentran los ovocitos (o) en diversas fases de desarrollo. Cada folículo está rodeado por un fino estroma (flechas), que los une entre sí. Las fibras musculares (fm) participan en el proceso de liberación de los o vocitos maduros a tra vés de su contracción. En el centro de la imagen se observa una prominente arteria (a), indicativa de un activo suministro de hemolinfa a este órgano.

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Folículo Ovígero – Gonoducto. Scrobicularia plana, Vanderbilt modificado, 100x. (Fig. 49) En esta fotomicrografía se observan varios folículos ovígeros (fo), los cuales presentan en general una forma más o menos discoide. En cada uno de ellos, se puede detectar la presencia de sustancias glucídicas ácidas que en vuelven a cada uno de los o vocitos (o). Esta sustancia azucarada, puesta en e videncia con el azul alcian (pH 2,5), podría tener una función de sopor te físico y nutricional de los ovocitos. Estos glúcidos desempeñan una función análoga a aquella realizada por la zona pelúcida de los o vocitos de los mamíferos, rica en glucoproteínas y proteoglicanos ácidos. Como ocurre con los vertebrados, estas glucosustancias pueden ser producidas tanto por los propios o vocitos como por las células que forman el epitelio del folículo ovígero. Se pueden observar algunos folículos con ausencia de ovocitos (punta de flecha), lo que sugiere que el o vario está en el estado de liberación de los gametos. De hecho, se puede apreciar en la luz del gonoducto (g) la presencia de restos de glucosustancias, lo que cor robora la hipótesis de liberación de gametos. El gonoducto que se observa en la fotomicrografía es relativamente amplio y su proximidad al riñón (r) sugiere que su abertura (gonoporo) está próxima al nefridióporo, lo que es común en los bi valvos más desar rollados evolutivamente.

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Folículo ovígero. Scrobicularia plana, Gades, 400x. (Fig. 50) La fotomicrografía superior nos muestra una parte de un folículo delimitado por un conectivo (c) muy delgado. Se obser van células en diferentes estadios de desarrollo, destacando las ovogonias (og) y ovocitos primarios (op). Se e videncian también numerosas f ibras musculares (fm) que ayudan, durante su contracción, a la expulsión de los ovocitos maduros.

Ovocitos. Scrobicularia plana, Gades, 1000x. (Fig. 51) Esta imagen nos muestra un típico o vocito primario o en f ase de maduración. Estos ovocitos poseen un citoplasma (c) bastante g ranulado, fruto de la acumulación de reservas lipídicas, proteicas y glucídicas. Contienen un núcleo (n) bastante grande, eucromatínico y con un evidente nucleolo (nu), indicando una activa síntesis proteica.

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Gonoducto. Scrobicularia plana, Vanderbilt modificado, 400x. (Fig. 52) En esta fotomicrografía se muestra el gonoducto (g) responsab le del transporte y liberación de los ovocitos primarios (o). Esta estructura está revestida por un epitelio cúbico ciliado (e), lo que favorece el transporte de los ovocitos desde los folículos hacía el e xterior. Entre los o vocitos se obser van glicoconjugados (flechas), probablemente responsables de la protección mecánica de los ovocitos en el momento de su expulsión.

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3.6. MANTO Y MÚSCULO El manto es una estructura muy delgada, constituida por una membrana conectiva delimitada por un tejido epitelial. Como en otros ór ganos, el tejido conectivo paleal está formado por diferentes elementos celulares: fibroblastos, fibrocitos y f ibras (elásticas, reticulares y colágenas) y por la par te amorfa, representada por la sustancia fundamental. El tejido epitelial de re vestimiento varía significativamente de for ma en la misma especie y entre las especies, desde el tipo simple al pseudo-estratif icado. En el interior del manto se encuentran vasos hemolinfáticos, nervios y músculos muy desarrollados en los márgenes. El manto es una estr uctura con múltiples funciones en los bivalvos. Su principal función es secretar la concha y el ligamento (Carriker, 1996; Jabbour -Zahab et al., 2003). En algunas especies, el manto contiene la ma yor parte de las gónadas (Gosling, 2003), proporciona la circulación del agua en la ca vidad paleal y apor ta elementos sensoriales, táctiles y visuales (Moir , 1977; Beninger & Le P ennec, 1991). Está también relacionado con el almacenamiento de sustancias nutritivas de reserva (Morrinson, 1993) y con procesos respiratorios, debido a la presencia importante de vasos, y a su pequeño espesor. En muchas especies de bi valvos los már genes del manto se funden, formando los sifones inhalante y exhalante (Gosling, 2003). En los bivalvos endobentónicos que viven en profundidades mayores, como es el caso de la coquina de fango, S. plana, los sifones pueden presentar una longitud considerab le (hasta 20 cm). El pie es un órgano grande en forma de hacha adaptado para facilitar el enterramiento de los bivalvos en los sedimentos blandos (Gosling, 2003). La forma de hacha del pie hace que los bi valvos también sean llamados Pelecípodos. El órgano está aplanado lateralmente, con abundante musculatura dispuesta en túnicas longitudinales y transv ersales (Eble, 2001; Gosling, 2003). Sus ejes musculares están rodeados por una amplia presencia de senos hemolinfáticos (Gosling, 2003), lo que con vierte al pie en un ór gano turgescente, como el sifón. El pie se extiende casi a través de toda superficie ventral de la masa visceral (Eble, 2001), lo que hace que en muchas ocasiones la propia masa visceral esté dentro de este órgano. El tejido muscular de los lamelibranquios está formado por células muy alargadas, denominadas miocitos, que gozan de e xcitabilidad y de contractilidad. Estas dos propiedades permiten que estas células sean responsab les de los movimientos efectuados por órganos concretos o por el organismo como un todo. En los moluscos bi valvos, la musculatura puede ser di vidida en dos g randes grupos. Aquellas fibras insertadas en las valvas y las que no se encuentran unidas a la v alvas (Stenzel, 1969). El tejido muscular de los bi valvos presenta

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una unidad funcional muy similar a la de otros g rupos animales. Así, se distingue el músculo liso, el estriado y el cardiaco. Dentro del músculo estriado, ha y un tipo de músculo denominado músculo de estriación transv ersal oblicuo (Bowden, 1958). Las estriaciones se deben a la disposición paracristalina de las miofibrilllas dentro del sarcoplasma, for mando bandas anisotrópicas (A) e isotrópicas (I). En las f ibras con estriaciones ob licuas, las bandas A e I no son transversales al eje longitudinal de la célula, sino que for man, con éste, un ángulo agudo. Los músculos con estriación oblicua también pueden presentar una segunda estriación en sentido opuesto, de modo que los sarcómeros adquieren forma de V. En este caso se denomina músculo estriado doble-oblicuo (Paniagua & Nistal, 1983). Un importante órgano de los bivalvos, formado por miocitos, son los músculos aductores. Estas estructuras tienen una organización típica similar a la de los músculos de v ertebrados, presentando epimisio, perimisio y endomisio (Bowden, 1958). Son estructuras antagónicas al ligamento de las valvas y están formados por fibras estriadas y lisas. La disposición y la cantidad de cada tipo de fibra depende de la especie estudiada (Hoyle, 1964). Diferentes secciones histológicas del manto y sifones se muestran en las f iguras 53 a 59; en las f iguras 60 y 61 se muestran fotomicro grafias del pie, y secciones histológicas de los músculos de bi valvos se presentan en las f iguras 62 a 71. Manto. Chamelea gallina, Rojo nuclear – VOF modificado, 250x. (Fig. 53) Fotomicrografía de una sección de la parte delgada del manto. El manto participa en la respiración, debido a que su gran superficie, con un relativo pequeño espesor y a su g ran vascularización a través de los senos linfáticos (sh), f acilita el intercambio gaseoso entre el or ganismo y el exterior. Se observan además senos linfáticos repletos de hemocitos (flechas).

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Células secretoras. Ostrea edulis, Paquin-Goddard, 100x (a) y Rojo nuclear – VOF, 250x (b). (Fig. 54) Estas fotomicrografías representan porciones del manto y muestran detalles de las células secretoras (cs) de proteínas en su epitelio. Obsér vese la gran cantidad de material g ranulado (g) dentro del citoplasma de estas células. Posiblemente, estas proteínas se relacionan con la conquiolina, responsab le del proceso de formación de las v alvas. Estas proteínas se unen a las moléculas de bicarbonato de calcio y conf ieren gran resistencia a la concha. Se puede observar una pequeña concentración de pequeños senos hemolinfáticos (sh), lo que indica un alto metabolismo en este ór gano, debido a la síntesis ininter rumpida del componente proteico del manto.

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Manto. Ostrea edulis, Rojo nuclear – VOF, 40x. (Fig. 55) Esta fotomicrografía panorámica pone de manif iesto el patrón general del manto con sus tres característicos lóbulos: el inter no (li), el mediano o sensiti vo (ls) y el externo (le). Entre el manto y las branquias (b) se puede obser var la cavidad paleal (cp). El manto posee abundante musculatura lisa (ml), responsab le del movimiento importante que este órgano posee. Se observa la interesante y típica disposición, en esta especie, de la fibras musculares dispuestas de forma periférica a los nervios circumpaliales (flechas), formando un tubo. Probablemente, esta organización proteja al sistema ner vioso de cualquier fuerza mecánica potencialmente dañina. La ir rigación hemolinfática del manto es posib le debido a la existencia de grandes vasos (arterias y venas) circumpaliales (vc).

Nervio palial. Ostrea edulis, Rojo nuclear – VOF. 250x. (Fig. 56) En esta fotomicrografía se muestra con g ran detalle la or ganización de un nervio palial (np). Aislando totalmente los axones del conectivo (c) circundante, se encuentra una espesa capa de musculatura (m), que confiere protección mecánica al tejido nervioso.

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Concreciones calcáreas. Scrobicularia plana, Gades, 250x. (Fig. 57) El manto es un órgano con intensa actividad metabólica, puesto que es responsable de la formación de la concha y, parcialmente, de la respiración. Su alto metabolismo se refleja a tra vés de la g ran circulación hemolinfática representada por los senos hemolinfáticos (sh) y ar terias presentes en g ran número. También se manif iesta por la prominente cantidad de material e xtracelular amorfo en el conjuntivo, puesto en evidencia mediante técnicas histoquímicas, como los cristales de calcio (cc), positivos al rojo de alizarina, relacionados con la formación de la concha. Además, se pueden observar fibras musculares (fm) dispuestas en haces o aisladas; f ibras conjuntivas (fc), en azul, y un pequeño nervio paleal (np).

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Sifón. Scrobicularia plana, Vanderbilt modificado, 40x. (Fig. 58) Esta fotomicrografía muestra un corte transversal de la porción basal del sifón exhalante (se) y parte del sifón inhalante (si), donde se observa el manto (m) alrededor de los sifones. El sifón inhalante presenta dimensión más g rande dada la función de alimentación en esta especie sedimentív ora. El sifón es un ór gano turgescente, resultante de la fusión de los lóbulos del manto. Su estr uctura principal se resume a una masa muscular lisa y a los senos hemolinfáticos. Los músculos tienen función antagónica al esqueleto hidráulico ejercido por la hemolinfa en el interior de los senos (flechas). La parte muscular está divida en tres túnicas o capas musculares: la túnica circular e xterna (tce), la túnica longitudinal media (tlm) y la túnica circular inter na (tci). Esta disposición de las f ibras musculares organizadas en túnicas y la presencia de los 4 nervios (n), en el sifón inhalante y 6 en exhalante, permite un movimiento preciso y ordenado del sifón, para cumplir su función de recolección de sedimento como alimento.

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Sifón. Scrobicularia plana, Vanderbilt modificado, 250x. (Fig. 59) Corte longitudinal mediano del sifón donde se puede obser var el amplio seno hemolinfático (sh) responsable de la turgescencia de este órgano. En el interior del seno se puede obser var la presencia de hemocitos ag rupados. La amplia musculatura lisa (ml) en distintas capas es responsab le del amplio espectro de movimientos realizados por este órgano en la coquina.

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Pie. Scrobicularia plana, Vanderbilt, 40x. (Fig. 60) Corte transversal de la parte anterior del pie de la coquina, donde se observan tres componentes principales: glándulas mucosas, senos hemolinfáticos y musculatura. Las glándulas mucosas (gm) son abundantes, principalmente, en la región más distal del pie. Estas glándulas son responsab les de la producción de mucosustancias de naturaleza lubricante, per mitiendo la manutención de la integridad física del epitelio del pie, cuando se produce su rozamiento con los sedimentos, en los movimientos horizontales y verticales (enterramiento) del organismo. Los amplios senos hemolinfáticos (sh) que junto con la hemolinfa permiten la existencia de un esqueleto hidráulico responsab le tanto de la turgescencia como de su alar gamiento. La presencia de musculatura lisa (m) es abundante cuyas fibras se organizan en tres principales ejes: longitudinal, transversal y circular que tienen función antagónica al estiramiento del pie y de su mo vimiento como un todo.

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Pie. Scrobicularia plana, Vanderbilt modificado, 40x. (Fig. 61) Corte transversal de la porción mediana y pro ximal del pie de la coquina, donde se puede observar la presencia de vísceras en su interior. En esta sección, las vísceras se resumen a una porción del tubo digestivo (td) y al testículo (t). Es posible incluso obser var los amplios senos hemolinfáticos, típicos de este órgano, que rodean a las vísceras y a la musculatura (en rojo).

Miocito. Crassostrea edulis, Gades, 400x. (Fig. 62) Sección longitudinal de una f ibra muscular aislada inmersa en una matriz amorfa del tejido conectivo. La presencia de células musculares aisladas es una constante en los bivalvos. No existe innervación y, por tanto, la facultad de contractilidad está disminuida.

3. Descripción histofisiológica

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Músculo liso. Scrobicularia plana, Hematoxilina-Fucsina ácida-Tartracina, 400x (a) y 1000x (b). (Fig. 63) Secciones longitudinales de la musculatura del sifón donde se puede observar la disposición de las f ibras musculares (fm). Estas células presentan aspecto fusiforme, siendo más anchas en la re gión del núcleo (n) alar gado. A su alrededor se observa la presencia de tejido conectivo, el endomisio (e), el cual proporciona soporte físico y nutricional, además de conducir los axones hasta la placa motora. El endomisio es material e xtracelular constituido principalmente por sustancia fundamental amorf a, fibras reticulares y escasas f ibras de colágeno. Probablemente, este endomisio sea producido, en par te, por las propias células musculares, como en mamíferos, y en par te por los f ibroblastos, con evidentes núcleos, como se aprecia en esta sección histológica.

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Tejido muscular liso. Ostrea edulis, Hematoxilina-VOF, 400x. (Fig. 64) Corte longitudinal de la musculatura de una ostra donde se observa la disposición entrecruzada de las f ibras musculares lisas (fl). Esta or ganización entrelazada da lugar a que los mo vimientos no sean muy precisos, y que la contracción f inal del músculo se produzca solamente a nivel del eje mayor. Entre las fibras se puede observar una gran cantidad de tejido conectivo que, en su conjunto, forma el endomisio (e). El endomisio soporta física y nutricionalmente a las f ibras, además de su inervación.

Músculo estriado. Chlamys varia, Van Gienson, 1000x. (Fig. 65) Esta sección histológica pone de manif iesto la estriación de un músculo aductor de una zamburiña. Se pueden observar las estriaciones de las fibras musculares (fm) formadas por la disposición paracristalina de las miofibrillas, actina y miosina. Los ejes oscuros se denominan bandas A (a) (anisotrópicas a luz polarizada) y están separados por una zona más clara denominada banda I (isotrópica a luz polarizada). No se puede observar la banda H (en el centro de la banda A), ni la línea Z (en el centro de la banda I), probablemente por dos motivos: por la resolución del microscopio, o porque presentan una disposición paracristalina. Las fibras estriadas poseen una contracción más rápida que las f ibras lisas.

3. Descripción histofisiológica

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Estriación oblicua. Scrobicularia plana, Hemato xilina-Fucsina ácida, 1000x. (Fig. 66) En esta sección histológica se observa la musculatura del aductor de una coquina en la que se pone de manif iesto la estriación ob licua (o) y ob licua-doble (od) de sus f ibras (f). En el primer caso, las miof ibrillas están dispuestas de tal forma que las bandas A e I no son transv ersales al eje longitudinal de la célula, sino que forman un ángulo agudo. En las f ibras con estriación doble, los sarcómeros están dispuestos en for ma de V, debido a una disposición especial de las miofibrillas. La presencia de este tipo de or ganización de las miof ibrillas hace que la contracción del músculo como un todo sea más intensa que en los músculos con estriación transversal o músculo liso.

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Músculo aductor. Mytilus galloprovincialis, Gades, 40x. (Fig. 67) En esta sección se pone de manif iesto el aspecto general del músculo aductor (ma). Presenta una forma redondeada, protegida por un epimisio (e) coloreado en azul, el cual proporciona el soporte físico y nutricional, además de conducir la inervación (n).

Músculo aductor. Mytilus galloprovincialis, Gades, 100x. (Fig. 68) En lamelibranquios, a menudo, los músculos aductores están separados por el perimisio mediante dos zonas: una de músculo liso y otra de estriado. Sin embargo, la división puede ser indistinta, como en esta fotomicrografía de un aductor de mejillón. En esta sección se puede obser var que aunque no haya una clara división (flechas), hay una predominancia de f ibras lisas (fl), a la derecha de la sección, mientras que las f ibras estriadas (fe) se encuentran a la izquierda. Macroscópicamente, las fibras estriadas se denominan translúcidas y las lisas son las llamadas opacas. Se observa el tejido conectivo que envuelve al músculo (epimisio, e) penetrando en el mismo y separándolo en f ascículos (perimisio, p).

3. Descripción histofisiológica

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Músculo aductor. Mytilus galloprovincialis, Gades, 250x (a ) y 400x (b). (Fig. 69) Fotomicrografía parcial de una sección transv ersal del músculo aductor del mejillón. Se observa la organización general del músculo aductor: presencia de un epimisio (e) que separa el aductor del resto del cuer po; la penetración del conectivo del epimisio en el músculo, separándolo en f ascículos (f), denominado perimisio y f inalmente, el recubrimiento total de las f ibras musculares, por una fina capa de tejido conecti vo, llamada endomisio (flechas). Este tipo de or ganización de los músculos en epimisio, perimisio y endomisio, conf ieren al órgano muscular mucha más resistencia que la tracción ejercida sobre él.

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Endomisio. Dosinia exoleta, Impregnación argéntica, 400x. (Fig. 70) En esta fotomicrografía se pone de manif iesto uno de los en voltorios presentes en los músculos: el endomisio, que es la estr uctura fibro-reticular (flechas) que envuelve a cada fibra muscular (fm). La otra porción que for ma parte del endomisio es la lámina externa (membrana basal), no observada en esta sección. Esta estructura sujeta a los vasos y a los nervios que llegan hasta las fibras mantiene el tejido con su estructura característica y permite que la fuerza de contracción ejercida por una f ibra sea transferida a la siguiente. De esta for ma se produce una amplificación de la potencia del músculo como un todo.

Fibras musculares lisas y estriadas.Mytilus galloprovincialis, Gades, 1000x. (Fig. 71) Corte transversal del músculo aductor donde se observan detalles de los dos tipos de fibras musculares. Las fibras más redondeadas son de tipo liso y macroscópicamente son opacas. El otro tipo de f ibras son aquellas con morfología más aplanada y con menor diámetro, denominadas estriadas. Macroscópicamente se diferencian de las anteriores por ser translúcidas.

4. RESUMEN

En este atlas histofisiológico se describen las características tisulares y celulares de diferentes porciones anatómicas (sistema respiratorio, digestivo, cardio-circulatorio, excretor, nervioso, reproductor, manto, sifones, pie y músculos) de v arias especies de bi valvos comerciales (berberecho, Cerastoderma glaucum; chirla, Chamelea gallina; ostión, Crassostrea gigas; reloj, Dosinia exoleta; mejillón, Mytilus galloprovincialis; ostra, Ostrea edulis; zamburiña, Chlamys varia; vieira, Pecten maximus, almeja fina, Ruditapes decussatus; almeja dorada, Ruditapes aureus y almeja basta, Venus verrucosa), procedentes de las costas de Andalucía, Galicia y Murcia. Para ello, se han utilizado técnicas clásicas y originales de histolo gía e histoquímica, cuyos resultados presentamos de for ma detallada, con un amplio soporte celular (sistemas branquial, digesti vo, cardio-circulatorio, excretor, nervioso y endocrino, manto y musculatura) y un enfoque histofisiológico, no habitual en la bibliografía. En el sistema respiratorio destacamos la histof isiología de los f ilamentos branquiales, lamelas, plica branquial y demibranquia. En el sistema digesti vo se describen aspectos estr ucturales y funcionales de los palpos labiales, tubo digestivo, unión gastro-intestinal, intestino, saco cristalino, placa gástrica, células secretoras, di vertículo digestivo y ductos primario y secundario. Los capilares sinusoides, senos paleales, senos y ar terias viscerales, corazón y cavidad pericárdica son constituyentes básicos del sistema cardio-circulatorio. El riñón, los túbulos y conductos renales son estrucuras morfofuncionales del sistema excretor, participando además en la e xcreción la glándula pericardialatrio y el parénquima pericardial. En el sistema neuro-endocrino describimos

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4. Resumen

los ganglios neuro-endocrinos, ner vios, ganglio visceral y conector cerebro visceral, el córtex ganglionar y las f ibras con función neurosecretora. El aparato reproductor es presentado de for ma básica, sin descripciones profundas durante el ciclo reproductivo, mostrando aspectos histológicos del testículo, túmulos seminiferos, unión ducto-testicular y ovario, mostrando detalles generales del gonoducto, folículos ovígenos y ovocitos. En el manto se muestran las células secretoras, nervio paleal, concreciones calcáreas. Asimismo, se muestran aspectos morfoestructurales de los sifones y del pie. F inalmente, se describen aspectos histofisiológicos de los miocitos, músculo liso y estriado, con su característica estriación oblicua y aspectos estr ucturales típicos del músculo aductor .

5. AGRADECIMIENTOS

Este trabajo ha sido f inanciado por la Agencia CAPES (BEX 1480/006, Brasil) y por el ICMAN.CSIC (España). Deseamos expresar nuestro más sincero agradecimiento a todo el personal del Departamento de Histof isiología e Histopatología Comparada del ICMAN .CSIC. Gracias especiales a Dña. Isabel Viaña, D. Pablo Vidal, D. Javier López, al Dr. Alberto Arias, a la Dra. Juana Cano y a los Dres. Julián Blasco y Pilar Brak e (IEO, Fuengirola-Málaga) por haber contribuido, en buena medida, en la elaboración de este pequeño atlas morfofuncional y pictórico.

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31 13 Applied study of cultural heritage and clays. José Luis Pérez Rodríguez (editor). 14 Limnogeología en España: Un homenaje a Ferry Kelts. Blas Valero (coord.) 15 Aplicaciones clínicas de biomagnetismo. Antonio Madroñero de la Cal. 16 Diseños de plantación y formación de árboles frutales. Mariano Cambra Ruiz de Velasco y Rafael Cambra Ruiz de Velasco. 17 Reología de suspensiones cerámicas. Rodrigo Moreno Botella. 18 Atlas histológico del lenguado senegalés, Solea senegalensis (Kaup, 1858). Juana Mª Arellano y Carmen Sarasquete. 19 Clones de albariño (Vitis vinifera L.) seleccionados en el Consejo Superior de Investigaciones Científicas. María del Carmen Martínez Rodríguez, Susana Boso Alonso, José Luis Santiago Blanco. 20 Estudios sobre la biodiversidad de la región de Bahía Honda (Veraguas, Panamá). Santiago Castroviejo (edic.), Alicia Ibáñez (edic.). 21 Internacional Studbook Gazella Dama MOR. Andrés Barbosa, Gerardo Espeso. 22 Landscapes as Cultural Heriage in the European Research (Proceedings of the Open Workshpo, Madrid). Almudena Orejas Saco del Valle, María Ruiz del Árbol Moro. 23 Lecciones de la catástrofe del “Prestige”. Antonio Figueras Huertas. 24 Depuración de aguas residuales: modelización de procesos de lodos activos. Manuel Gil Rodríguez. 25 New acoustics. Selected topics II. F. Montero de Espinosa Freijo-C. Ran-Guerra-J. Pfretzschner (editores). 26 Biología y cultivo del mejillón (Mytilus Galloprovinciales) en Galicia. Antonio Figueras Huerta. 27 Prácticas de tratamiento estadístico de datos con el programa SPSS para Windows. Aplicaciones en el Área de Ciencia y Tecnología de Alimentos. Pedro J. Martín-Álvarez. 28 Ecología acuática y sociedad de las Lagunas de Ruidera – Aquatic ecology and society os Ruidera Lakes (Central Spain). Miguel Álvarez Cobelas, Santos Cirujano Bracamonte, Esperanza Montero González, Carmen Rojo García.Morato, María Antonia Rodrigo Alacreu, Elisa Piña Ochoa, Juan Carlos Rodríguez Murillo, Oscar Soriano Hernando, Marina Aboal Sanjurjo, José Pedro Marín Murcia, Rafael Araujo Armero. 29 El Protocolo de Kyoto y su impacto en las empresas españolas. Félix Hernández Álvarez, Pablo del Río González. 30 Corrosión en las estructuras de hormigón armado: fundamentos, medida, diagnosis y prevención. José Antonio González Fernández, Juana Miranda Vidales. ISBN: 978-84-00-08633-6

31 Histofisiología de moluscos bivalvos marinos. Eduardo Cargnin-Ferreira y Carmen Sarasquete Reiriz. 32 Estudio de los suelos del Campo de Calatrava (Ciudad Real) y sus condiciones de fertilidad. José Luis de la Horra Ruiz, Francisco Serrano Comino, Juan José Carlevaris Muñiz.

MINISTERIO DE EDUCACIÓN Y CIENCIA

Eduardo Cargnin-Ferreira y Carmen Sarasquete

HISTOFISIOLOGÍA DE MOLUSCOS BIVALVOS MARINOS

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HISTOFISIOLOGÍA DE MOLUSCOS BIVALVOS MARINOS

Eduardo Cargnin-Ferreira y Carmen Sarasquete

CONSEJO SUPERIOR DE INVESTIGACIONES CIENTÍFICAS

En este atlas celular y pictórico se describen, mediante técnicas clásicas y originales de histología e histoquímica y con un enfoque histofisiológico no habitual en la bibliografía, las características tisulares y celulares de diferentes porciones anatómicas (sistema respiratorio, digestivo, cardio-circulatorio, excretor, nervioso, reproductor, manto, sifones, pie y músculos) de diferentes especies de bivalvos comerciales (berberecho, Cerastoderma glaucum; chirla, Chamelea gallina; ostión, Crassostrea gigas; reloj, Dosinia exoleta; mejillón, Mytilus galloprovincialis; ostra, Ostrea edulis; zamburiña, Chlamys varia; vieira, Pecten maximus, almeja fina, Ruditapes decussatus; almeja dorada, Ruditapes aureus y almeja basta, Venus verrucosa), procedentes de las costas españolas (Andalucía, Galicia y Murcia).