Atlas de Ciliados y otros Microorganismos frecuentes en Sistemas de Tratamiento aerobio de Aguas Residuales 9703233996

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Atlas de Ciliados y otros Microorganismos frecuentes en Sistemas de Tratamiento aerobio de Aguas Residuales

Facultad de Química, UNAM

Atlas de Ciliados y otros Microorganismos frecuentes en Sistemas de Tratamiento aerobio de Aguas Residuales

Dr. Víctor Manuel Luna Pabello

Departamento de Biología Laboratorio de Microbiología Experimental México 2006

Primera edición: 2006 D.R. © 2006. UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO Ciudad Universitaria, 04510, México, D.F Facultad de Química, UNAM Prohibida la reproducción parcial o total por cualquier medio sin autorizacón escrita del titular de los derechos patrimoniales. ISBN: 970-32-3399-6 Impreso y hecho en México.

Esta obra fue realizada por el Laboratorio de Microbiología Experimental del Departamento de Biología de la Facultad de Química de la Universidad Nacional Autónoma de México. El material escrito estuvo a cargo del Dr. Víctor Manuel Luna Pabello. La edición e impresión de 500 ejemplares se hizo con fondos del Proyecto DGAPA-PAPIME Desarrollo, montaje y validación de prácticas de laboratorio para la enseñanza de la microbiología ambiental. Proyecto, clave EN213104, PAIP 6190-14 (FQ-VMLP-2005) y con el apoyo de la Coordinación de Comunicación e Información de la misma Facultad y el Diseño de Portada e interiores a la Lic. Leticia González G. y Adrian R. Arroyo Berrocal de la Sección de Publicaciones .

Prólogo La elaboración del presente Atlas de ciliados y otros microorganismos frecuentes en sistemas

de tratamiento de agua residuales, tiene como objetivo contribuir en la conformación de material didáctico útil para la enseñanza de la asignaturas Microbiología Ambiental I y II que se impartirán, de manera optativa, en el marco del nuevo programa de estudios de la carrera de Químico Farmacéutico Biológico. No obstante, también será de utilidad para aquellos alumnos que cursen la asignatura de Microbiología General II del plan de estudios actual. Asimismo, se considera que será un elemento de apoyo para la impartición de asignaturas similares que se ofrezcan en otras instituciones de educación superior y, en general, para aquellas personas interesadas en introducirse en este tema, como es el caso de operadores, supervisores y diseñadores de plantas de tratamiento de aguas residuales.

Este documento contiene información general sobre los principales microorganismos que proliferan en sistemas de tratamiento aerobio de aguas residuales (STAAR). Si bien, el documento presta mayor énfasis en el Phyllum Ciliophora, microorganismos comúnmente conocidos como ciliados, también incluye información sobre otros microorganismos que se encuentran, de manera frecuente, en las muestras de aguas residuales procedentes de STAAR. Es importante señalar que las imágenes y esquemas que se presentan, están acompañados de una descripción morfológica, así como de información relacionada con su hábitat y tipo de alimentación. Asimismo, se incluye un capítulo relacionado con la toma y procesamiento de muestras que permitirán determinar, tanto las especies de ciliados prevalecientes, como su abundancia relativa. Finalmente, se incorporó un listado de bibliografía especializada y un glosario que contiene los principales términos de interés para el tema abordado. En la elaboración del presente documento se contó con el apoyo de las siguientes personas: M en C. Lourdes Patricia Castro Ortiz, Biól. Adriana Mayanin Montes Nava, QFB Claudia Antares Silva Reyes, Dra. Claudia Anaya Huerta, M en C Rosa María Picaso Hernández, Biól. Andrés Rosas Molina y Biol. Jorge A. Ortíz Mendieta. Se agradece la cuidadosa revisión realizada por parte de la profesora Rosa María Ramírez Gama y del Comité Académico Editorial de la Facultad de Química de la UNAM

El autor Dr. Víctor Manuel Luna Pabello

Índice

Lista de Figuras............................................................................................................. 13 1. INTRODUCCIÓN......................................................................................................... 17 2. ASPECTOS GENERALES SOBRE MICROORGANISMOS Y SISTEMAS DE TRATAMIENTO DE AGUAS RESIDUALES..............................................................19

2.1 Microorganismos de interés.............................................................................19 2.2 Sistemas de tratamiento de aguas residuales....................................................21 2.3 Importancia de los microorganismos en STAAR...............................................23

3. GENERALIDADES SOBRE PROTOZOOS......................................................................27

3.1 Aspectos Ecológicos........................................................................................29 3.2 El sistema saprobio.........................................................................................33 3.3 Aspectos taxonómicos.....................................................................................36 3.4 Características de los ciliados..........................................................................37 3.5 Características útiles en la clasificación de los ciliados....................................40

4. PROCEDIMIENTOS GENERALES.................................................................................. 41

4.1 Procedimiento general para la conformación del atlas..................................... 41 4.2 Procedimiento general para el análisis de muestras......................................... 43 4.3 Procedimiento general para la ubicación taxonómica de ciliados.................... 43 4.4 Procedimiento general para la cuenta de microorganismos............................. 44

5. CILIADOS REPRESENTATIVOS EN SISTEMAS DE TRATAMIENTO................................ 47

5.1 Clase Polyhymenophora.................................................................................. 47 5.2 Clase Oligohymenophorea.............................................................................. 56 5.3 Clase Litostomatea........................................................................................... 67. 5.4 Clase Phyllopharyngia..................................................................................... 70

6. OTROS MICROORGANISMOS PRESENTES EN LOS SISTEMAS DE TRATAMIENTO....................................................................................................... 73 6.1 Microorganismos filamentosos............................................................................... 76 6.2 Flagelados............................................................................................................. 78 6.3 Amebas................................................................................................................. 81 6.4 Micrometazoos...................................................................................................... 88 7. BIBLIOGRAFÍA...............................................................................................................95 ANEXOS......................................................................................................................103 A.1 Técnicas para la determinación de protozoos ciliados en aguas residuales............103 A.2 Preparaciones permanentes...................................................................................104 A.3 Técnica de adhesión..............................................................................................107 GLOSARIO..................................................................................................................109

Lista de Figuras Figura 1. Árbol filogenético universal. Construido a partir de la comparación de las secuenciación de RNA ribosómico 16S y 18S. En el cual se aprecian los tres dominios de los seres vivos (Tomado de Madigan, et al., 2001).......................................................................19 Figura 2. Presencia de microorganismos en función del tiempo de residencia hidráulico y la carga orgánica presente. Se observan las diferentes zonas que se pueden encontrar (Tomado de Patterson y Hedley, 1992)................................................................................................24 Figura 3. Esquema del sistema saprobio (Tomado de Luna–Pabello, et al., 1994). ........................................................................................35 Figura 4. Estructura típica de un ciliado ejemplificada por medio de un ejemplar de Paramecium sp. (Tomado de Sidney, et al., 1987). ........38 Figura 5. Diagrama de flujo seguida para la identificación de especies de ciliados........................................................................................42 Figura 6. Blespharisma americanum v. dawsoni (Christie y Hirsfield, 1967). Tamaño: 80-130 m x 40-50 m (contraste de fases).............49 Figura 7. Aspidisca cicada (Mueller, 1786). Tamaño: 24.5 a 40 m X 16 a 32 m (contraste de fases)..............................................................50 Figura 8. Aspidisca lynceus. Tamaño: 29-56 m x 20-43 m (contraste de fases)............................................................................................51 Figura 9. Spirostomum minus. Tamaño: 450 X 50 m (contraste de fases)..................................................................................................... 52 Figura 10. Spirostomum teres. Tamaño: 312-414.2 m x 32.4-48 m, 20X (contraste de fases).....................................................................53 Figura 11. Euplotes affinis. Tamaño: 55 m X 28 m (contraste de fases) ................................................................................................54

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Figura 12. Oxytricha phalax. Tamaño: 89 m X 38 m, 400 X (contraste de fases)............................................................................................55 Figura 13. Dexiotricha plagia (Stokes, 1885). Tamaño: 50 a 70 m x 25 a 30 m (contraste de fases)..............................................................57 Figura 14. A) Cyclidium glaucoma (Mueller, 1773). Tamaño: 20-30 m. B) Cyclidium (17.8 m X 11.1 m) en el que se observa el cilio caudal =15.5 m 40 X (contraste de fases)..................................................58 Figura 15. A) Paramecium aurelia (Ehrenberg, 1831). Tamaño: 80-170 m B) Paramecium aurelia (84 m X 40 m) (contraste de fases).....59 Figura 16. Zoothamnium procerius. Tamaño: 33.3 X 55.5 m (contraste de fases)............................................................................................60 Figura 17. Vorticella aquadulcis. Tamaño: 33.3 m X 24.4 m) (contraste de fases)............................................................................................61 Figura 18. Vorticella sp. Tamaño: 42.8 m X 33.3 m (contaste de fases).................................................................................................62 Figura 19. Vorticella convallaria (Linnaeus, 1758). Tamaño: cuerpo 71 X 49 m; pedicelo 120 m (contraste de fases).................................63 Figura 20. Vorticella campanula (Ehrenberg, 1831). Tamaño: cuerpo 50 - 160 m X 35 - 100 m; pedúnculo 205 - 3500 m (contrate de fases)............................................................................................. 64 Figura 21. Epistylis plicatilis. (Ehrenberg, 1830). Tamaño: zooide 70-160 m X 30-45 m; ramas 90-100 m (contraste de fases).....................65 Figura 22. Opercularia coartata. Tamaño: zooide 60-75 m x 20-25 m; ramas 60-100 m (contraste de fases)...............................................66 Figura 23. Litonotus lamella (Ehrenberg, 1838). Tamaño: 80-110 m x 12-20 m (contraste de fases)............................................................68 Figura 24. Tamaño: 50 m X 11.1 m (contraste de fases)................69

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Figura 25. A) Chilodenella uncinata (Ehrenbreg, 1838) Strand, 1938. Tamaño: 50-90 m (contraste de fases).............................................71 Figura 26. Podophrya fixa. Tamaño: 20-38 m (contraste de fases)...72 Figura 27. Árbol filogenético detallado de los principales linajes de bacterias basado en la secuencia de RNA (Tomado de Madigan et al., 2004)................................................................................................74 Figura 28. A) Apariencia general de grumo microbiano observado a un aumento de 40 X. B) Flóculo bacteriano libre de filamentos, 40 X (contraste de fases)............................................................................75 Figura 29. Bacterias en forma de espirilos y cocos, 40X (contraste de fases)...........................................................................................75 Figura 30. Flóculo con bacterias filamentosas, 40X (contraste de fases).................................................................................................76 Figura 31. A) Bacterias filamentosas (móvil, >820 m X 2.2 m) 40X. B) Beggiatoa sp. Bacteria filamentosa móvil con gránulos brillantes, de 3.15 m de ancho (contraste de fases)..............................................77 Figura 32. Beggiatoa sp. y Thiothrix sp. Flóculo de 613.6 m X 519.2 m (campo oscuro)...........................................................................77 Figura 33. Peranema sp. Tamaño: 50 m X 15.5 m, 40 X (contraste de fases).................................................................................................78 Figura 34. Euglena sp. Tamaño: 56.7 m X 16 m, 40 X (contraste de fases).................................................................................................79 Figura 35. Petalomonas sp. Tamaño: 44.4 m X 27.7 m, 40 X (contraste de fases)............................................................................................80 Figura 36. A) Hartmanella sp. Tamaño: 22.2 m X 6.6 m, 40 X. B) Amoeba sp. Tamaño: 66.6 m X 44.4m con un Cyclidium sp. y una ameba pequeña al lado (contraste de fases).......................................82 Figura 37. Amoeba radiosa. Tamaño: 11 m de diámetro, 40 X (contraste de fases)............................................................................................83

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Figura 38. A) Amoeba sp. Tamaño: 144 m X 33 m, 40 X (contraste de fases), B) Amoeba sp. Tamaño: 25 m X 16 m, 40X (contraste de fases).................................................................................................84 Figura 39. Arcella sp. Tamaño: 16.6 m X 4.4 m, 40X (contraste de fases).................................................................................................85 Figura 40. Mayorella sp. Tamaño: 111m X 55.5 m, 40X (contraste de fases).................................................................................................86 Figura 41. Mastigamoebae. Tamaño: 44.4 m X 28.8 m, 40 X (contraste de fases)............................................................................................87 Figura 42. Árbol filogenético de el reino animal mostrando las líneas de protostomados y deuterostomados en las características embrionarias (Tomado de Barnes, 1980)............................................................... 88 Figura 43. Chaetonotus sp. Tamaño: 144 m X 22 m, 40X (contraste de fases)........................................................................................... 90 Figura 44. Philodina sp. Tamaño 360 m X 42.7 m, 25 X (contraste de fases)........................................................................................... 91 Figura 45. A) Nemátodos (200 m x 11m) 40 X (contraste de fases), presentan una cutícula proteínica que los cubre, son gusanos filiformes de cuerpo delgado con los extremos aguzados gradualmente. B) Nemátodo (368 m X 9.5 m) 10 X............................................. 92 Figura 46. A) Oligoqueto. Tamaño: 640 m X 75 m, 10 X (contraste de fases). B) Aeleosoma sp.Tamaño: 700 m X 50-60 m, 25 X (contraste de fases)........................................................................................... 93

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1. Introducción Los protozoos pueden ser encontrados en muchos y muy variados ambientes. Sus

comunidades son muy dinámicas estructuralmente, con abundancias que cambian rápidamente debido a su reproducción, enquistamiento o exquistamiento. Las comunidades naturales contienen decenas de especies, las cuales desempeñan diversas funciones. Los protozoos tienen gran importancia ecológica, por ejemplo, los flagelados autótrofos son importantes como productores de materia orgánica en ambientes acuáticos mientras que los flagelados heterótrofos, ciliados y sarcodinos actúan como depredadores, al alimentarse de otros microorganismos, además de participar en la degradación de materia orgánica. Su participación en las cadenas alimenticias, los hace particularmente importantes en el suelo y en los sistemas de tratamiento de aguas residuales, algunos son comensales o están en asociaciones mutualistas dentro del tracto intestinal de los animales; otros son parásitos los cuales presentan una marcada especificidad hacía sus hospederos (Ramírez-Gama et al., 2003). Su diversidad y abundancia está estrechamente asociada con la calidad del agua en que se encuentran inmersas, respondiendo rápidamente a los cambios físicos y químicos característicos del ambiente. Lo anterior sugiere el uso de algunas especies recurrentes como indicadoras de cambios en el ecosistema. Este hecho reviste particular interés debido a que constituye la base conceptual para la conformación de procedimientos empleados para evaluar la calidad del agua tanto en cuerpos acuáticos naturales como en artificiales, uno de estos procedimientos es el sistema saprobio, el cual permite evaluar el contenido de materia orgánica disuelta biodegradable (MODB) medida como demanda bioquímica de oxígeno (DBO5), mediante el reconocimiento de especies indicadoras previamente catalogadas para un intervalo de concentración, lo cual se describirá más adelante. No obstante, uno de los mayores problemas derivados del uso de los protozoos como indicadores es la identificación de las especies. SI bien, la existencia de un atlas de ciliados saprobios (Foissner et al., 1994; 1995) facilita su uso, también se hace necesario identificarlos taxonómicamente.

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Así, para el entendimiento y uso de los protozoos, se requiere de reconocer las diferentes estructuras presentes en este tipo de microorganismos. Existen diversas guías elaboradas en el extranjero que son empleadas a nivel nacional para la identificación de ciliados, (Foissner et al., 1994; 1995). Dichas guías incluyen de técnicas especiales para la preservación y/o tinción de aquellas estructuras que permitan determinar la especie a la que corresponden. No obstante, en la práctica resulta complicado su uso, por un lado debido a el idioma en que están redactadas (alemán, inglés o italiano) y por otro, a que no establecen una relación entre los protozoos y la calidad prevaleciente del agua residual dentro de un sistema de tratamiento aerobio, como es el de lodos activados, que son los STAAR más ampliamente usados en México. Este atlas se realizó con un enfoque que permita, al estudiante del área de microbiología ambiental, introducirse de manera relativamente sencilla, en el estudio de los principales protozoos ciliados existentes en los STAAR. Por este motivo, se presentan las microfotografías y esquemas de los ciliados y otros microorganismos comúnmente encontrados, así como los datos relacionados con su clasificación más reciente que permitan ubicarlos taxonómicamente. No obstante, el hecho de que los microorganismos presentados sean procedentes de STAAR, no excluye que también puedan proliferar en musgos, aguas dulces, salobres, así como suelos húmedos, los cuales son sus ambientes naturales. Por lo anterior, este documento también podrá ser de utilidad para el reconocimiento de algunas especies propias de dichos ambientes naturales con o sin perturbación.

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2. Aspectos generales sobre microorganismos y sistemas de tratamiento de aguas residuales

2.1 Importancia de la clasificación en los Microorganismos de interés

Para facilitar el estudio de los seres vivos debe usarse un sistema que permita dividirlos en grupos. Se estima que en la actualidad existen alrededor de dos millones de especies diferentes de seres vivos, además de los que constantemente se descubren. Asimismo, cada especie a su vez consta de un número, a veces enorme, de individuos (Welch et al., 1998). La necesidad de identificar y clasificar a los microorganismos originó que las primeras clasificaciones se basaran en semejanzas superficiales más que en relaciones evolutivas, por lo que son denominadas artificiales. Posteriormente, el objetivo de los sistemáticos fue buscar una forma de clasificar a los organismos de manera natural, de tal forma que reflejara las verdaderas relaciones a partir de características bioquímicas, citológicas y morfológicas, así las especies más relacionadas, fueron colocadas dentro del mismo Género, los Géneros relacionados en la misma Familia, las Familias en Órdenes, los Órdenes en Clases, las Clases en Phylum o Divisiones y estos últimos en Reinos (Leedale, 1974). Todos los sistemas de clasificación constituyen un intento, por presentar orden en la diversidad, donde los taxónomos y sistemáticos han colaborado en el procesamiento y ubicación de las especies dentro de los grupos. En los últimos años, los estudios en sistemática y evolución de los organismos ha presentado gran actividad, mediante el desarrollo de técnicas de biología molecular combinadas con investigaciones ultraestructurales y aplicación de análisis cládisticos sofisticados (Corliss, 1994), lo que ha llevado al actual sistema de clasificación el cual agrupa a los diferentes seres vivos dentro de tres dominios: Bacteria, Archaea y Eukarya (Figura 1).

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Figura 1. Árbol filogenético universal. Construido a partir de la comparación de las secuenciación de RNA ribosómico 16S y 18S. En el cual se aprecian los tres dominios de los seres vivos (Tomado de Madigan et al., 2001).

Siguiendo los diferentes sistemas de clasificación en la actualidad se han descrito y nombrado cientos de miles de especies de organismos vivientes, sin embargo, aún faltan muchos organismos por clasificar, así como las nuevas especies que son descubiertas, las cuales tienen que ser clasificadas con la finalidad de mantener los archivos actualizados, además de proporcionar información sobre los mismos. A pesar de las tendencias actuales, en la práctica, la identificación fenotípica sigue siendo de gran utilidad, por cual en este atlas se presentan las microfotografías de los ciliados más comúnmente encontrados en los sistemas de tratamiento, de aguas residuales, las cuales son de gran ayuda para la identificación morfológica de estos microorganismos.

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2.2 Sistemas de tratamiento de aguas residuales El tratamiento de las aguas residuales, es un tema que cobra cada día mayor relevancia debido tanto al gran volumen que se genera, como a la falta de infraestructura adecuada para su tratamiento. Básicamente la depuración de las aguas residuales se basa en una combinación de procesos primarios, secundarios y terciarios. Los cuales se deben aplicar en función de la calidad de agua deseada como efluente, así como del espacio y los recursos económicos con que se cuente. Los procesos primarios consisten en eliminar los sólidos de mayor tamaño, así como los más fácilmente sedimentables y los de densidad menor a la del agua. Para lograrlo, se usan cribas o mallas, sedimentadores, decantadores y filtros. Estos equipos, aunque no contribuyen a eliminar material contaminante disuelto, si evitan que ocurra una incorporación posterior, por disolución, lo cual retardaría la depuración del agua. Los procesos secundarios biológicos, son comúnmente empleados para eliminar el material orgánico disuelto, el cual es frecuentemente el más difícil y costoso de eliminar. Cuando dichos materiales son biodegradables, puede involucrarse la intervención de microorganismos procariontes, como las bacterias, y de los eucariontes, como las algas, hongos microscópicos, protozoos, rotíferos y nematodos. Estos microorganismos son los que realizan la transformación de porciones considerables de materia orgánica disuelta de fácil biodegradación, a sólidos biológicos (aglomeraciones de comunidades microbianas) que pueden separarse por procedimientos físicos. Dentro los procesos biológicos se encuentran reactores anaerobios de lecho empacado, lagunas facultativas, lagunas aerobias, lodos activados, filtros percoladores, reactores biológicos rotatorios, reactores secuénciales de alimentación por lote y humedales artificiales, entre otros. Los procesos terciarios se basan en principios físicos y químicos que son aplicados cuando se desea obtener agua de mejor calidad a la lograda en los tratamientos previos (primarios o secundarios) o inclusive sin que el agua de interés haya sido sometida a algún tratamiento previo. Lo anterior depende del grado y tipo de contaminación inicial del agua por tratar (Luna-Pabello et al., 1994). A partir de los procesos terciarios es posible la remoción de material orgánico no biodegradable o de difícil biodegradación. También se eliminan microorganismos suspendidos, diversos iones y la coloración del agua. Dichos procesos son entre otros, filtración, adsorción, cloración, coagulación, ósmosis inversa, ultrafiltración e intercambio iónico (Eckenfeler y Ford, 1970; Duncan, 1976; Luna-Pabello et al., 1996).

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Dada la importancia de los procesos biológicos aerobios, a continuación se presenta una breve descripción de los mismos, pudiendo dividirse, de acuerdo a su metabolismo y forma de crecimiento predominante. Por su metabolismo, los procesos biológicos se subdividen en función del aceptor final de electrones presente en el líquido bajo tratamiento, en procesos anaerobios, aerobios y facultativos. Los procesos anaerobios no requieren de oxígeno molecular libre en solución, ya que las necesidades para su subsistencia las obtienen de compuestos inorgánicos aceptores. Mientras que los procesos aerobios si requieren de oxígeno molecular libre en solución (cuando menos 2 mg/L). En cuanto a los procesos facultativos, éstos consisten en una combinación de los dos procesos anteriores e intervienen microorganismos aerobios, microaerobios, anaerobios y de tipo facultativo. Por su forma de crecimiento, los procesos biológicos se dividen en flóculos suspendidos (crecimiento en suspensión), película fija (crecimiento adherido) y mixtos (combinación de ambos). El crecimiento en suspensión ocurre cuando los microorganismos forman aglomerados o flóculos de diversos tamaños y consistencias. Bajo esta estructura, logran una mayor superficie de contacto con los nutrimentos en los que se encuentran inmersos, eliminando a la vez aquellos compuestos que no les son útiles. El ejemplo más ampliamente distribuidos de este tipo de sistemas es el denominado tratamiento por lodos activados. El crecimiento adherido, implica que los microorganismos formen una capa o película biológica sobre algún medio de soporte, preferentemente inerte, el cual permite su desarrollo y con ello el proceso de degradación de los contaminantes orgánicos disueltos (López, 2005). La posibilidad de estar adheridos constituye un factor que permite que estos sistemas toleren cambios bruscos de flujos de agua y de concentración de contaminantes, lo que redunda en una mayor capacidad de depuración y recuperación de la actividad, respecto de los sistemas de flóculos suspendidos. El ejemplo más ampliamente conocido de este tipo de sistema son los filtros percoladores o lechos de oxidación biológica. Los sistemas de crecimiento mixto, implican una combinación de los dos anteriores, es decir se presentan de manera simultánea microorganismos adheridos a un soporte y en suspensión dentro del sistema de tratamiento. Como ejemplo de este tipo de plantas depuradoras se encuentra el reactor biológico rotatorio o reactor de biodiscos (Luna-Pabello et al., 1994).

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2.3 Importancia de los microorganismos en STAAR Es por lo anteriormente expuesto que los microorganismos juegan un importante papel en los sistemas de tratamiento aerobios de aguas esiduales (STAAR). Por ejemplo, en las plantas de lodos activados, las cuales reciben aguas que contienen materia orgánica disuelta o particulada así como bacterias en suspensión, se lleva a cabo la transformación de esa materia, mediante la participación de la comunidad microbiana compuesta principalmente por bacterias y protozoos y en menor grado por hongos y micrometazoos. Dicha comunidad remueve la materia orgánica transformándola en flóculos o grumos microbianos (lodo biológico) que pueden ser fácilmente separados del fluido, por sedimentación, dando como resultado agua tratada clarificada y con bajo contenido de materia orgánica disuelta. Siendo este un proceso biológico, resulta sensible a los factores ambientales que pueden afectar a los microorganismos (temperatura, pH, contenido de materia orgánica, etc.), de ahí que la presencia de determinados microorganismos sea un parámetro que permita inferir el estado operativo prevaleciente. Diferentes calidades de agua originan diferentes composiciones de comunidades microbianas ya que inducen la presencia y cambio de abundancia de algunas de ellas, así como la desaparición o disminución poblacional de algunas otras. Asimismo, es posible observar la sucesión de microorganismos, algunos de los cuales se reproducen rápidamente, mientras que otros cuya reproducción es lenta se pierden por lavado. Todo lo anterior en su conjunto puede ser visualizado mediante la toma representativa y análisis apropiado de muestras del agua residual bajo tratamiento. En la figura 2, se observa la distribución de los principales microorganismos presentes en muestras de agua residual, cuya ubicación se presenta en función del alto o bajo contenido de materia orgánica disuelta biodegradable (MODB), así como al tiempo de residencia hidráulico del agua residual dentro de un sistema de tratamiento, como el de lodos activados. Los microorganismos de rápida reproducción y amplia tolerancia a altas concentraciones MODB son generalmente pequeños flagelados (zona A); otros pequeños protozoos (zona B), en la zona C es posible encontrar una diversidad de ciliados capaces de sobrevivir a cargas orgánicas intermedias, a las altas o bajas, si el paso del fluido es lento (mayor tiempo de tratamiento del agua residual dentro del STAAR) empiezan a aparecer una gran diversidad de microorganismos incluyendo a los metazoos los cuales en contraste con los protozoos muestran bajas velocidades de reproducción y menor tolerancia a altas concentraciones de MODB (zonas D y E).

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Figura 2. Presencia de microorganismos en función del tiempo de residencia hidráulico y la carga orgánica presente. Se observan las diferentes zonas que se pueden encontrar (Tomado de Patterson y Hedley, 1992).

Como se verá más adelante, los microorganismos que se presentan a lo largo de este atlas, son los más comúnmente encontrados en STAAR, algunos de ellos se desempeñan como microorganismos depuradores, mientras que otros lo harán como indicadores de la calidad prevaleciente del agua bajo tratamiento. Por ejemplo, Spirostomum teres, rotíferos y nemátodos, entre otros, son los principales microorganismos que se encuentran en aguas con poca materia orgánica y altos tiempos de residencia hidráulicos, por lo que su presencia en STAAR indicaría poca o baja concentración de contaminantes en dichas aguas. Al contrario, la presencia de microorganismos como son flagelados Bodo saltans, Chilomonas, Cyclidium y amibas, entre otros, serian microorganismos indicadores de la existencia de alto contenido presencia de materia orgánica y bajo tiempo de residencia hidráulico, lo que indicaría por lo tanto que la concentración de contaminantes en el STAAR es muy elevada.

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El conocimiento de los microorganismos que se encuentran formando parte de la biocenosis, en los sistemas de tratamiento es muy importante ya que el conocimiento de la estructura de las comunidades a lo largo del STAAR, dará una idea de cómo se esta llevando a cabo el proceso de depuración y si la calidad del agua obtenida es buena o mala, lo que da información a grosso modo sobre el funcionamiento de la planta de tratamiento. Por otro lado, también es importante conocer a los microorganismos que intervienen en los procesos de depuración de aguas residuales, ya que si se desea utilizarlos como bioindicadores de contaminación, el conocimiento de su biología y de sus requerimientos tanto nutricionales como de hábitat, adquiere mayor importancia. En conclusión, los protozoos pueden ser considerados como bioindicadores del funcionamiento de las plantas depuradoras de aguas residuales, y constituyen una herramienta útil para el control de las mismas así como para la detección y prevención de posibles problemas operativos.

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3. Generalidades sobre protozoos La palabra protozoo fue empleada por Goldfuss en 1871 con la acepción de animales primitivos y posteriormente definida por Von Siembold en 1845, quien dio pie a que se considerara como un grupo sistemático de animales de una sola célula. Corliss (1984) afirma categóricamente que la palabra protozoo es un término de conveniencia y no el nombre de un respetable taxón por lo que debe ser escrita siempre con minúsculas. Fernández-Galiano (1990), presenta una perspectiva interesante al confrontar los Términos Protistología versus Protozoología, en el marco de las nuevas clasificaciones de los microorganismos eucarióticos unicelulares. En términos generales se acepta a los protozoos como organismos unicelulares, que no forman órganos ni tejidos, ni presentan desarrollo embrionario. Asimismo, que su tamaño oscila de 10 micras a tres milímetros pudiendo ser solitarios o coloniales. Se encuentran en ambientes tanto acuáticos como terrestres y aéreos, pero preferentemente en aquellos lugares donde existe humedad o por lo menos una película de agua. La distribución de los protozoos es cosmopolita, ya que pueden encontrarse en diferentes regiones, desde las ecuatoriales, subtropicales templadas así como las árticas y antárticas. De igual forma, se han encontrado en todos los suelos agrícolas, donde su diversidad y abundancia oscila según la calidad ambiental predominante. Se considera que los ciliados son microorganismos colonizadores sucesionales que ocupan muchos nichos ecológicos en la biosfera. La mayoría de los protozoos depende, para su alimentación, de la existencia de materia orgánica preformada, por lo que son considerados saprobios (Martín, 1980; Luna–Pabello et al., 1994). Asimismo, los protozoos han logrado explotar una gran diversidad de ambientes restringiéndose a las películas de agua, poros llenos del mismo elemento y a los pequeños poros que puedan contener bacterias (Regih et al., 2002). Muchas de las especies de protozoos presentan diversos grados de asociación con otros organismos, que pueden ser desde otros protozoos hasta vertebrados (Martínez y

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Gutiérrez, 1985). La aparición y distribución de los protozoos es determinada por factores bióticos y abióticos. Entre los primeros, se encuentran incluidas las reservas alimentarías, competencia, así como las relaciones predador presa, mientras que en el caso de los segundos, se pueden mencionar los siguientes (Curds, 1975):

Oxígeno disuelto: La mayoría de los protozoos requiere de oxígeno libre para sobrevivir. Existen algunos de tipo anaerobio y un gran número de anaerobios facultativos, pero el número de especies aerobias obligadas es comparativamente mucho mayor.



Temperatura: Este parámetro afecta la actividad metabólica de los organismos, aumentando su tasa de crecimiento de manera positiva, hasta el límite inferior cercano en el que su reproducción es posible.



Concentración de pH y dióxido de carbono: El valor del pH límite para el crecimiento y sobrevivencia de los potozoos varía entre 3.8 y 12.0 unidades. Siendo el intervalo más adecuado entre 6 y 8 unidades.



Luz: La luz es la fuente de energía para los organismos fotosintéticos por lo que su ausencia imposibilita que estos se desarrollen, no obstante, se ha observado que algunas especies pueden sobrevivir cambiando su fuente de energía, se debe aclarar que solo algunos protozoos son fotosintéticos.



Nutrimentos: La composición química del medio es importante para que los protozoarios se desarrollen. De manera general estos organismos requieren de aminoácidos, vitaminas, elementos como C, H, O, N, P, Mg, Ca, S y de algunos elementos traza como B, Bo, Cu, Mn, y Zn (Puytorac, et al., 1987).

Dada la sensibilidad y diversidad de los protozoos, es posible determinar diversas especies útiles como bioindicadores del estado del funcionamiento de algunas plantas depuradoras de aguas residuales, destacando principalmente en la detección y prevención de variaciones en la continuidad de los procesos. Adicionalmente, los protozoos son los principales consumidores de las poblaciones bacterianas en los sistemas acuáticos e intervienen en la formación de flóculos sedimentables. Son fundamentales en los sistemas de depuración biológica de las aguas residuales. Actualmente, la mayoría de las plantas depuradoras existentes y en construcción se basan en procesos de lodos activados, en los que es determinante la presencia de protozoos ciliados; ya que con ello se mejora la calidad de los efluentes, reduciendo la DBO, así como la turbidez del medio; al disminuir la cantidad de bacterias

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dispersas por lo que existen abundantes estudios relacionados con la importancia de los protozoos en la depuración de contaminantes orgánicos e inorgánicos así como de su uso como indicadores de calidad y/o concentración de contaminantes en aguas (Luna–Pabello 1993; Luna–Pabello et al., 1996; Luna–Pabello et al., 1997; Nicolau y Rajaram, 1999; Madoni, 2000; Nicolau et al., 2001). La importancia del papel que estos organismos tienen en los sistemas acuáticos se basa principalmente en que:

Son consumidores directos de materia orgánica del medio.



Propician la formación de flóculos, a través de la excreción de productos mucilaginosos.



Son los principales consumidores de las poblaciones bacterianas que se desarrollan en el medio acuático (López, 1997).

3.1 Aspectos Ecológicos Los protozoos son un grupo de organismos microscópicos que presentan una gran interacción con el ambiente que les circunda, Esto se explica, porque el tamaño de los microorganismos está estrechamente relacionado con su metabolismo y, que como una consecuencia de ser pequeños, obtienen una relación muy grande de superficie a volumen. Esta relación es importante dado que es a través de la superficie corporal por donde los microorganismos intercambian materiales con su ambiente. Si bien intervienen otros factores se debe considerar que el alto metabolismo y la división celular rápida, de estos microorganismos, derivan principalmente de la relación de área superficial a volumen inherente a su tamaño pequeño. De ahí que estas células sean notoriamente sensibles a su ambiente y que su composición química y comportamiento sufran cambios evidentes cuando el ambiente es modificado (Levandowsky y Hunter, 1980). Por tanto su uso real y potencial, como indicadores de calidad fisicoquímica de ambientes acuáticos, queda justificado. Mediante estudios fisiológicos es posible conocer como un organismo transforma su entorno para obtener energía y las condiciones necesarias para promover o inhibir

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su crecimiento. La presencia de los seres vivos en un determinado ambiente esta influenciada por factores bióticos (interacciones con otros seres vivos) y parámetros abióticos (como temperatura, humedad, pH, salinidad y oxígeno disuelto). La aplicación de estos conocimientos permite acelerar el proceso depurativo, tanto en cuerpos naturales contaminados como en las plantas de tratamiento biológico diseñadas por el hombre. En esas últimas es posible incluso, optimizar su funcionamiento, dando las condiciones ambientales adecuadas que favorezcan la proliferación de microorganismos depuradores que beneficien la calidad inicial del agua en el proceso de tratamiento, como son bacterias de fácil sedimentación, protozoos y micrometazoos; evitando el desarrollo de organismos perjudiciales como bacterias y hongos filamentosos que floten. En general, los procesos fisiológicos ocurren a distintas velocidades, acorde al tipo de condiciones prevalecientes. La mayor parte de los procesos fisiológicos dependen de la temperatura, mientras que, otros varían con la disponibilidad de distintos materiales, como por ejemplo: agua, dióxido de carbono, compuestos de nitrógeno y fósforo e inones hidrógeno (pH). Es posible establecer las condiciones óptimas para el crecimiento de los microorganismos por medio del uso de las curvas de crecimiento, las cuales típicamente tienen forma de campana y son unimodales. En estas los picos representan las condiciones óptimas para un proceso fisiológico determinado y sus extremos los límites de tolerancia. Algunas especies presentan curvas de tolerancia con picos muy estrechos mientras que en otras, estas curvas son muy anchas. Las curvas de tolerancia anchas se describen mediante el prefijo euri que significa en griego amplio (por ejemplo: euirutérmas, eurihalinas, etc.), mientras que el prefijo steno = estrecho, se usa para curvas de tolerancias estrechas (por ejemplo: estenófagas y estenosaprobias). Es importante mencionar que las curvas de rendimiento pueden alterarse durante la vida de una población, a medida que esta se expone a condiciones ambientales extremas. Dichas alteraciones a corto plazo de los óptimos fisiológicos se denomina aclimatación. De ahí que sea importante considerar no solo la presencia de un determinado microorganismo en ciertas condiciones ambientales, sino además, la abundancia en la que está presente (Luna-Pabello et al., 1994). Por otra parte, dentro de ciertas limitaciones de diseño, es evidente que las curvas de tolerancia deben cambiar con el tiempo evolutivo a medida que la selección natural las moldea para reflejar las condiciones ambientales cambiantes. La adaptación fisiológica o fenotípica, representa la respuesta de los organismos a los cambios temporales. Esta adaptación se fija dentro de los límites del genotipo; lo que se caracteriza porque ocurren modificaciones en todos lo individuos de una población expuestos

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a los cambios del ambiente. Desde el punto de vista ecológico las interacciones del genoma y del ambiente se agrupan de la siguiente manera:

Genoma fijo en ambiente variable: En este caso la adaptación debe llevarse a cabo de manera fisiológica o fenotípica. Los organismos pueden adaptarse a las variaciones ambientales, como son temperatura, pH, tipo y cantidad de nutrientes disponibles y contenido de humedad, entre otros (Brock et al., 1987).



Genoma variable en ambiente fijo: En esta interacción, el genoma es el factor variable y los factores externos permanecen constantes. La variación ocurrida se efectúa por medio de mutaciones. La mutación puede ser espontánea o inducida, pudiendo realizarse también por transducción, transformación y/o conjugación, este cambio se transmite de forma hereditaria de un gen modificado y estable.



Genoma variable en ambiente variable: Esta interacción genoma–ambiente es una adaptación evolutiva. La reacción de un genoma variable es, en si, una medida de la adaptabilidad del sistema genético para el cambio propio de cada grupo de seres vivos. Dichos cambios del genoma son los ya mencionados en el párrafo anterior.

Por otro lado para el estudio de la ecología de las comunidades es necesario conocer su diversidad o heterogeneidad, es decir tanto el número de especies (riqueza específica) como la abundancia relativa de las mismas. La heterogeneidad de una comunidad será mayor en la medida que haya más especies (abundancia específica) y de que estas últimas sean igualmente abundantes. Una forma ampliamente aceptada para medir la heterogeneidad de una comunidad corresponde utilizándola uso de la función de Shannon y Wiener, la cual en sentido estricto, solo debe emplearse con muestras aleatorias extraídas de una gran comunidad en la que se conoce el número total de especies. El valor obtenido, como resultado de aplicación de esta función es directamente proporcional al grado de diversidad presente en la comunidad bajo estudio. La función de Shannon y Wiener combina dos componentes de la diversidad: 1) el número de especies, y 2) la proporción relativa de los individuos de diferente especie (Lloyd y Ghelardi, en Krebs, 1985).

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La función de Shannon y Wiener es la siguiente: s

H = - Σ (Pi) (log2 Pi) i=1

Donde: H

= Cantidad de información de la muestra (bits / individuo). = índice de diversidad de la especie.

S

= Número de especies.

Pi = Proporción del total de la muestra que corresponde a la especie i. Por otra parte la igualdad u homogeneidad de una comunidad, puede calcularse de acuerdo con la siguiente ecuación: E=

H Hmáx

Donde: E

=

Equidad o igualdad.

H

=

Diversidad de especies observadas.

Hmax

= Diversidad de especies máxima. H = - S ( 1 log2 1 ) = log2 S S S



S

S

El valor de diversidad máxima (Hmáx) es un parámetro que permite inferir el número máximo de especies que potencialmente pudieran incorporarse a la comunidad en un determinado hábitat.

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3.2 El sistema saprobio Un factor importante de la calidad de agua es la saprobiedad; esto significa que la materia orgánica de desecho presente en disolución acuosa, sea capaz de descomponerse de manera bioquímica por microorganismos degradadores (bacterias, hongos, protozoos). Los microorganismos saprobios muestran una relación con los procesos de descomposición y ellos forman parte del mismo, lo toleran o lo evitan, de aquí que pueden ser utilizados para clasificar la contaminación por materia orgánica. El sistema saprobio o sistema de organismos que viven en la pudrición, es un procedimiento mediante el cual se evalúa, a partir de determinadas especies de microorganismos, el grado de contaminación que, por materia orgánica disuelta altamente biodegradable, presenta un cuerpo de agua. Los microorganismos comúnmente empleados son los de tipo esteno. Esto se debe a que sólo se desarrollan en medios con características fisicoquímicas particulares, lo cual permite utilizarlos para estimar los efectos integrados de diversos parámetros ambientales indicadores. El sistema saprobio puede dividirse en cuatro partes (Figura 3): 1. Catarobiedad: (del griego Kataros, puro). Esta son las aguas más limpias o potables, aptas para beber; en ellas no se encuentra vida. 2. Limnosaprobiedad: (del griego Limne, pantano). Aguas superficiales y/ o subterráneas aerobias, pueden ser limpias, moderadas o altamente contaminadas. Se caracterizan por la presencia de los tres grupos fisiológicos de microorganismos: Productores, consumidores y degradadores. Es el nivel más utilizado en la caracterización biológica de las aguas y comprende cinco subniveles:

a) Xenosaprobio: Agua de buena calidad para cualquier tipo de uso (libre de contaminación). b) Oligosaprobio: Agua poco contaminada, oxígeno disuelto normal, mineralización completa, materia orgánica degradada completamente, agua clara, presencia de algas, insectos y larvas. c) Beta–mesosaprobio: Agua moderadamente contaminada, oxidación mineralización de compuestos orgánicos complejos significativa, presencia de algas, pocas plantas con raíz.

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d) Alfa–mesosaprobio: Agua altamente contaminada, área en descomposición activa con compuestos de menor peso molecular (con respecto al polisaprobio), poco oxígeno disuelto, empieza la transformación de compuestos con sulfuro. e) Polisaprobio: Agua más contaminada con materia orgánica que el anterior, contenido mínimo de oxígeno disuelto, prevalecen compuestos orgánicos de alto peso molecular como carbohidratos y proteínas. 3.

Eusaprobiedad (del griego eu, verdadero): Son aguas residuales con material diluido y/ o concentrado, bajo descomposición por medio de procesos anaerobios. Los niveles en que se subdivide son los siguientes: a) Isosaprobio: La descomposición de la materia orgánica del agua residual se lleva a cabo por ciliados; los principales indicadores son Paramecium putinum, Colpidium colpoda, Tetrahymena pyriformis, entre otros. Medio con muy poco oxígeno disuelto, poco H2S. Con una DBO5 de entre 40 y 400 mg/L, se hace necesario el tratamiento de las aguas por métodos biológicos. b) Metasaprobio: Equilibrio de flagelados. Principales indicadores Cercobodo longicauda, Bodo putrinus, Trepanomonas compressa, entre otros. Condiciones anaerobias, con formación de H2S. DBO5 entre 200 y 700 mg/L. Antes de la aplicación de los métodos biológicos es necesaria la eliminación de H2S por aireación. Índice de coliformes de 10 000 000/L, por lo que se corre gran peligro de enfermedades infecciosas, con la probable presencia de componentes potencialmente tóxicos para el hombre. c) Hipersaprobiedad: Descomposición de las aguas residuales por bacterias y hongos, que sirven también como indicadores. Bacteria psicrofilicas 50 000 000/ mL. Condiciones anaerobias, con DBO5 de 500,1500 y hasta 2000 mg/L. NO es posible un tratamiento aerobio directo. Alto peligro de enfermedades infecciosas. d) Ultrasaprobiedad: Nivel abiótico en aguas industriales, principalmente antes de los procesos de biodegradación. Sin organismos indicadores, aunque pueden encontrarse quistes y esporas, pocos gérmenes por mililitro, DBO5 entre 1000 a 120 000 mg/L. Únicamente son aplicables los procesos anaerobios.

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4. Transaprobiedad: (del griego trans, más allá): Son aguas con características especiales e independientes de la saprobiedad, como toxicidad, radioactividad y factores físicos que impiden la proliferación de cualquier ser vivo.

Figura 3. Esquema del sistema saprobio (Tomado de Luna–Pabello et al., 1994)

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3.3 Aspectos taxonómicos De acuerdo con lo expresado por Lazcano (2004) fue Ernest Haeckel en 1866, quien convencido de que los microorganismos formaban un grupo aparte de donde habían surgido tanto el Reino Animal como el Vegetal, formalizó su propuesta de un tercer reino de seres vivos, el de los Protista. Posteriormente, Edouard Chatton en 1925, diferenció entre protistas procariontes (organismos carentes de núcleo) y protistas eucariontes (organismos con al menos una membrana nuclear bien definida). Con el tiempo, esta nomenclatura se simplifico y los procariontes perdieron el adjetivo de protistas. De manera más particular, la pertenencia de los organismos protozoos a un determinado Reino ha sido tema de mucha discusión, e incluso en la actualidad, no existe una aceptación convincente al respecto. Existen investigadores que los ubican dentro del Reino de los Protoctistas (Margulis y Schawartz, 1981), y otros como pertenecientes al Reino Protista (Corliss, 1984), llegando incluso a darles la categoría taxonómica de Subreino Protozoa (Lee et al., 1985). De manera complementaria cabe mencionar que, de las diferentes propuestas de dividir a los seres vivos en Reinos, la de mayor aceptación general ha sido la de Whittaker (1969) que los separa en: Monera, Protista, Plantae, Fungi y Animalia. Este autor también mantiene separado en un diferente Reino a los seres unicelulares, ubicando a los procariontes dentro del reino Monera y a los eucariontes dentro del Reino Protista (Whittaker y Margulis, 1978). Con respecto a la clasificación de los protozoos, puede decirse que en los últimos años, a raíz del extraordinario desarrollo producido en el conocimiento de los seres unicelulares eucariontes, se ha generado mayor información sobre su citología y evolución, lo que ha llevado inevitablemente al diseño de nuevas clasificaciones sistemáticas. La clasificación de los protozoos realizada por Honigberg et al., en 1964, fue adoptada por más de 16 años. En ella se agrupaba a los protozoos en cuatro Subphyla: Sarcomastigophora, Sporozoa, Cnidospora y Ciliophora. Posteriormente, como consecuencia de nuevos datos de significancia taxonómica, se hizo necesaria una nueva revisión de la sistemática del grupo, dando pie a una nueva clasificación por el comité de Sistemática y Evolución de la sociedad de Protozoología (Levin et al., 1980). Esta clasificación comprende siete Phyla: Sacomastigophora Labyrintomorpha, Apicomplexa, Microspora, Ascetospora, Myxozoa y Ciliophora. Este esquema de clasificación al igual que el anterior, no considera las relaciones evolutivas que existen entre los organismos, si no que tiene por finalidad facilitar su estudio. En 1985, apareció una nueva clasificación de los protozoos, publicada por la sociedad de protozoologistas en el libro An illustrated guide to the Protozoa (Lee et al., 1985),

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la cual contempla seis Phyla: Sarcomastigophora, Labyrintomorpha, Apicomplexa, Microspora, Mixospora y Ciliophora. La clasificación más reciente de los protozoos y su ubicación dentro de un determinado Reino fue abordada por un connotado grupo de investigadores (Margulis et al., 1990) los que decideron ubicarlos en el Reino Protoctista en función de las siguientes características: 1. No undulipodia; ciclo sexual complejo ausente 2. No undulipodia; ciclo sexual complejo presente 3. Formación reversible de undilipodia, ciclo sexual complejo ausente 4. Formación reversible de undilipodia; ciclo sexual complejo ausente En el presente documento se opto por emplear, para la ubicación e identificación taxonómica de los ciliados, lo indicado por Lynn (2002), Lee et al., (1985) y Foissner et al., (1995), respectivamente. No omito señalar que recientemente acaba de ser publicada una revisión de las principales clasificaciones de los protozoos (Aladro Lubel, 2006), misma que incluye la nueva propuesta de clasificación de los eucariontes con énfasis en la taxonomía de los protistas realizada por Adl et al. (2005).

3.4 Características de los ciliados Los ciliados son microorganismos de estructura compleja (Fig. 4), y de entre los protozoos son de los más grandes llegando a medir hasta 4 mm de longitud. Reciben el nombre de ciliados debido a la presencia de numerosas estructuras llamadas cilios que se presentan por lo menos en alguna etapa de su ciclo de vida. Cada célula ciliada presenta un citostoma (boca) conectada a una citofaringe al final de la cual se encuentran las vacuolas digestivas que es donde la célula digiere y absorbe el contenido alimenticio, para finalmente eliminar los materiales no digeribles a través del citoprocto o citopigio (Sleigh, 1989) . Todos los ciliados presentan infraciliatura, la cual es universal se encuentra localizada debajo de la película se representa por los granulos basales o cinetosomas, fibrillas y

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microtubulos asociados. En los ciliados la infraciliatura es universal y se localiza debajo de la película está representada por gránulos basales o cinetosomas, fibrillas y microtubulos asociados. Los cinetosomas se encuentran aislados, en pares y ocasionalmente agrupados formando las cinetidas, estas se distribuyen en hileras longitudinales a las que se les denominan cinetias. La cinétida está compuesta por uno, dos y ocasionalmente más cinetosomas, sus fibrillas asociadas y el cilio: la hilera longitudinal de cinétidas se conoce con el nombre de cinetia. Debajo de la película frecuentemente presentan organelos como las vacuolas contráctiles o vesículas de expulsión de agua, el citoprocto varios tipos de extrusomas (organelos de expulsión) como por ejemplo los mucosistos, toxicistos y tricosistos (Luna–Pabello et al., 1994).

Figura 4. Estructura típica de un ciliado ejemplificada por medio de un ejemplar de Paramecium sp. (Tomado de Sidney et al., 1987). Este Phylum incluye aproximadamente 8000 especies, cuya característica principal es que son heterocarioticos debido a que presentan dos tipos de núcleos: el macronúcleo que regula el metabolismo del ciliado y el micronúcelo el cual se encuentra involucrado en la genética del organismo así como en su reproducción sexual; pueden presentarse uno o más de estos núcleos en cada célula ciliada. Los ciliados de vida libre son formas nadadoras, sedentarias o sésiles que se encuentran en hábitats como: charcos de agua dulce, arroyos, lagos, ríos, bahías, lagos salados y el mar, en donde se encuentran desde la zona intermareal hasta mar abierto, también es posible encontrar ciliados en biotopos terrestres como lo es el suelo y las arenas. La amplia distribución de los ciliados así como su abundancia se debe a su gran tolerancia y adaptabilidad a amplios rangos de condiciones ambientales (Aladro–Lubel et al., 1990).

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De acuerdo con su adaptabilidad o tolerancia a las concentraciones de materia orgánica disuelta biodegradable, los ciliados se dividen en dos grupos: eurisaprobios los cuales presentan un intervalo amplio de tolerancia a la saprobiedad y los estenosaprobios (del griego sapros putrescible) los cuales presentan un rango estrecho (Odum, 1971). Lo anterior aunado a que los organismos que se desarrollan en un determinado ambiente acuático, son el reflejo directo de la calidad fisicoquímica prevaleciente en ese medio, hace factible el poder inferir dichas características fisicoquímicas a partir de la identificación de los organismos que en el viven (Luna–Pabello et al., 1994). La importancia de los ciliados en los sistemas de tratamiento es debido a que contribuyen de manera directa a la clarificación de los efluentes a través de la floculación y la depredación siendo esta última la más importante; ya que al alimentarse de bacterias patógenas contribuyen a la disminución de las mismas. Es posible clasificar a los ciliados presentes en los sistemas de tratamiento por la forma en que se encuentran asociados al flóculo biológico de la siguiente manera:



Ciliados asociados al flóculo: Aquí se encuentran dos grupos de ciliados los reptantes y los pedunculados; los primeros utilizan estructuras como cirros o cilios para su movimiento sobre el flóculo en donde se alimentan de las bacterias que se encuentran en la superficie del mismo. Los segundos presentan una estructura de fijación, el pedúnculo, que los mantiene unidos al flóculo entre estos se encuentran a los suctorios que se alimentan de otros protozoos y a los peritricos que se alimentan de bacterias libres en el medio.



Ciliados no asociados al flóculo: Son los ciliados libres nadadores, que se encuentran en el lodo activado por lo que cuando estos se purgan se pierden, siendo organismos colonizadores de los sistemas de tratamiento. (En: http://www.geocities.com/RainForest/Canopy/1285/derecha.html).

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3.5 Características útiles en la clasificación de los ciliados De manera general para la clasificación de los ciliados hay cuatro fuentes de datos de mayor peso estos son: la infraciliatura, con énfasis en las estructuras somáticas involucradas; el área oral incluyendo las depresiones y las cavidades características de la citofaringe así como la infraciliatura y ciliatura oral; el tipo de estomatogenésis que es el proceso morfogenético relacionado con la formación del citostoma o boca y por último el macronúcleo. Durante las últimas tres décadas entre las clasificaciones más utilizadas por los protozoólogos, se tienen la de Honigberg et al., (1964) el cual considera que los ciliados deben de agruparse en el Subphylum Ciliophora con una Clase Ciliatea dividida en cuatro Subclases: Holotrichia, Peritrichia, Suctoria y Spirotrichia; la de Levine et al., (1980) que reconocen al Phylum Ciliophora con tres Clases: Kinetofragminophorea, Oligohymenophorea y Polyhymenophorea (Small y Lynn (1985, en Aladro–Lubel et al., 1990).

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4. Procedimientos generales

4.1 Procedimiento general para la conformación del atlas

Para determinar los diferentes géneros y/o especies de protozoos ciliados presentes en un determinado sistema de tratamiento aerobio de aguas residuales, y su posible uso como parámetro en la evaluación de calidad de agua se siguieron los pasos indicados en la Figura 5. Por otro lado es posible elaborar cuadros con curvas de tolerancia ambiental (por ejemplo en función del contenido de materia orgánica, saprobiedad) donde se presenten las diferentes especies de ciliados, así como el uso del disco de saprobiedad, debidamente modificado o adaptado, lo que conduce a la detección de especies eurisaprobias y estenosaprobias; las primeras podrían ser catalogadas como especies depuradoras, dado que se mantienen activas tróficamente dentro un amplio intervalo de saprobiedad mientras que las segundas se catalogarían como indicadoras debido a su poca tolerancia a cambios en el contenido de materia orgánica disuelta (Luna–Pabello et al.,1994). Considerando lo anteriormente expuesto, un primer paso para el conocimiento de los ciliados presentes en un sistema de tratamiento, es la elaboración del presente atlas, en el cual se presentan a los ciliados más comúnmente encontrados en los sistemas de tratamiento aerobios de aguas residuales, además de algunos otros microorganismos como son bacterias, amoebas, rotíferos, gastrotricos y nemátodos. Para la elaboración de este atlas se revisaron múltiples muestras de aguas procedentes principalmente de reactores piloto y a escala real tipo sistemas de lodos activados alimentados con aguas residuales municipales ubicados en Toulouse, Francia, así

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como en México (Ciudad Universitaria y Cerro de la Estrella), Estado de México (planta de tratamiento ubicada en el Ex-lago de Texcoco), Guanajuato (Salamanca), Nuevo León Monterrey). No obstante, la mayoría de las fotomicrografías fueron obtenidas principalmente de muestras procedentes de sistemas piloto operados en el Laboratoire d´Ingénierie des Procédés de l´Environnement, Unité de Recherche Procédés Biologiques, Départament de Gene des Procédés Industriels, Institut National des Sciences Appliquées de Toulouse, Francia. De manera general, las muestras fueron colectadas en botes limpios de plástico de un litro de capacidad y transportadas al laboratorio para su inmediata aireación, observación al microscopio óptico, así como la realización de diferentes técnicas de tinción. Los procedimientos apropiados para la toma y conservación de muestras se encuentran descritos en los métodos estándar americanos (APHA, 1998) y en el Capítulo 4 de Cuerpos de agua superficiales (Luna Pabello et al., 2004) del libro de Técnicas de muestreo para manejadores de recursos naturales editado por Bautista Zuñiga et al. (2004)

Figura 5. Diagrama de flujo seguida para la identificación de especies de ciliados.

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4.2 Procedimiento general para el análisis de muestras El análisis de una muestra involucra múltiples observaciones al microscopio óptico, que permiten generar un registro de los ciliados presentes. Asimismo, es necesario realizar preparaciones tanto fijas como temporales, de tal manera que se pueda proceder a la ubicación taxonómica de las especies de ciliados encontrados. A partir de estas observaciones, se registran algunas las características morfológicas relevantes, como son largo y ancho del microorganismo, ciliatura somática y bucal, así como la forma y posición del macronúcleo. En algunas ocasiones es necesario aumentar la población de protozoos, para ello, estos se cultivan en cajas de Petri que contienen aguas residuales; el enriquecimiento de la población facilita la realización de observaciones detalladas de los diferentes protozoos y su posterior reconocimiento. Con todos los elementos anteriores, se procede a fotografiar a los mejores ejemplares de los microorganismos observados, para lo cual se utiliza un microscopio óptico equipado con cámara y de ser posible impresora digital y/o videograbadora. Lo anterior hace posible no sólo fotografiar a los microorganismo si no también llevar un registro videograbado de los mismos. Las observaciones de las comunidades completas de ciliados presentes en estas aguas residuales pueden realizarse empleando un microscopio estereoscópico con aumentos de 0.7 a 4.5 X con una lente accesoria de 2X.

4.3 Procedimiento general para la ubicación taxonómica de ciliados Para la elaboración del presente atlas, se revisaron las diferentes clasificaciones de los protozoos y se tomo como principal guía la clave de Lee et al., 2000, que es la más reciente y cuenta con varias modificaciones hechas a las claves anteriores a esta. La identificación correcta de los microorganismos requirió que se resaltaran algunas de la estructuras que presentan los diferentes microorganismos y que son esenciales para la su ubicación taxonómica.

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4.4 Procedimiento general para la cuenta de microorganismos La metodología empleada para la cuenta de los microorganismos fue la cuenta microdiagonal de gota implementada por Lackey (APHA, 1998), con algunas modificaciones propuestas por Madoni, 1981 y Luna-Pabello, 1994 las que facilitan la cuantificación, así como la distinción de los organismos. En general el procedimiento a seguir se presenta a continuación:

Tomar un volumen conocido de la muestra homogénea

Colocarla cuidadosamente en la parte central del portaobjetos Colocar sobre la muestra un cubreobjetos de 22 X 22 mm, teniendo el cuidado de no crear burbujas de aire.

Contar los organismos en tres o cuatro franjas.

Para calcular el número de organismos por mililitro de muestra, se utiliza la siguiente ecuación: Microorganismos/ mL = C (TA)/ (A) (S) (V) Donde: C = Número de organismos contados TA = Área del cubreobjetos en mm2 A = Área de una franja en mm2 S = Número de franjas contadas V = Volumen de la muestra debajo del cubreobjetos Está técnica presenta algunas ventajas de uso, sobre las basadas en la cámara de Sedwick – Rafter (en la cual se emplea 1 mL de muestra) y la de Neubauer (en la cual se utiliza 0.001 mL de muestra) conocida también como hemocitómetro (APHA, 1998). Entre las principales ventajas destaca el volumen de la muestra empleada para su observación al microscopio (de 0.01 a 0.1 mL), el cual resulta más adecuado comparativamente ya que es un volumen intermedio. Dicho volumen permite un muestreo más representativo que el obtenido mediante el hemocitómetro y no es tan extenuante como el de la cámara de Sedwick–Rafter.

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Por otra parte, para facilitar la cuenta de los microorganismos presentes en la muestra, se puede agregar una solución de Bouin diluida (1/1000) o solución de yodo, la cual permite disminuir el movimiento de los microorganismos o bien en el caso del yodo fijarlos parcialmente. Para realizar el conteo se tomo un volumen de muestra de 0.1 mL y se contó la totalidad de los microorganismos presentes en el área bajo el cubreobjetos de 20 X 20 mm. Lo anterior permite conocer el número de microorganismos presentes por unidad de volumen. En este caso se obtiene la relación de microorganismos por mililitro de la siguiente forma:

Microorganismos

=

C (F) / mL

Donde: C = Número de organismos de interés contados en 0.1 mL F = Factor de conversión a mL, en este caso vale 10, dado que: 1 mL = F (0.1 mL), F = 1 mL / 0.1 mL, F= 10

A pesar de que con las modificaciones realizadas se puede obtener una relación del número de organismos por unidad de volumen de muestra, con menor incertidumbre que la obtenida al contar únicamente parte del área total del cubreobjetos, continúan presentes algunos inconvenientes como son:

La interferencia en el muestreo homogéneo del volumen por observar, debida a la presencia de flóculos de tamaño superior al del orificio de la pipeta con que se toma la muestra.



El rápido deterioro de los organismos presentes en la muestra observada



El tiempo empleado para la cuenta total de los organismos en el volumen total de la muestra.

Por lo anterior se recomienda que para la observación cuantitativa de los microorganismos presentes en muestras de agua que contengan flóculos o grumos de comunidades microbianas mayores a la apertura de la pipeta muestreadora, se realice la cuenta separando los flóculos del líquido mediante un tamiz malla 1 a 2 mm de apertura, el cual deberá lavarse con agua suficiente para evitar que los microorganismos queden adheridos a la maya. Asimismo, que el volumen del

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líquido por observar sea entre 0.05 y 0.1 mL. Respecto a la observación cualitativa de los grumos microbianos, ésta resulta más complicada debido a la dificultad que implica cuantificar con precisión tanto su área como su volumen (Luna–Pabello, 1993; Madoni, 1994; APHA, 1998).

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5. Ciliados representativos en sistemas de tratamiento En esta parte del Atlas, se hace una breve descripción de las Clases a las cuales

pertenecen cada uno de los microorganismos encontrados en los sistemas de tratamiento, así como algunas microfotografías de cada uno de los microorganismos, su representación esquemática, además de su clasificación.

5.1 Clase Polyhymenophora (Levine et al., 1980) Dominio: Phylum: Subphylum: Subclase: Orden:

Eucarya Ciliophora Doflein, 1901 Intramacronucleata Lynn, 1996 Spirotrichia Heterotrichida Odontostomatida Oligotrichida Hypotrichida

Estos son ciliados que se alimentan por medio de una banda de membranelas que se encuentran extendidas del polo anterior de la célula al citostoma, esta banda es la llamada zona adoral de membranelas. Algunos de los hipotricos pertenecientes a esta clase caminan sobre el sustrato utilizando cirros, que generalmente son dorsoventrales entre estos es posible encontrar a los siguientes géneros: Aspidisca, Euplotes, Holostichia, Oxytrichia, Stylonichia, Uroleptus, Urostyla, entre otros

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(Patterson y Hedlex, 1992). Entre los olygotrichos en los cuales los cilios somáticos se encuentran ausentes o reducidos a bandas circunferenciales o espinas cuya zona adoral de membranelas es apical y poco desarrollada, estos son comúnmente organismos libre nadadores como: Halteria, Strombilidium, Tintinnidium, entre otros. Entre los organismos pertenecientes al Suborden heterotrichia que son aquellos microorganismos cuyo movimientos es llevado a cabo por cilios somáticos colocados en las cinetias, en este grupo se puede encontrar a: Blepharisma, Brachonella, Spirostomum, Stentor, entre otros. De los organismo anteriormente mencionados a continuación se presentan los que se encuentran más comúnmente en los sistemas de tratamiento, pudiéndose observar un esquema y microfotografías, así como su respectiva ubicación taxonómica.

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DOMINIO: REINO: PHYLUM: SUBPHYLUM: CLASE: ORDEN: FAMILIA: GÉNERO: ESPECIE:

Eucarya Protozoa Goldfuss, 1818 Ciliophora Doflein, 1901 Postciliodesmatophora Gerassimova & Seravin, 1976 Heterotrichea Stein, 1859 Heterotrichida Stein, 1859 Blepharismidae Jankowski in Small y Lynn, 1985 Blepharisma Blepharisma americanum 20 m

20 m

20 m

Figura 6. Blespharisma americanum v. dawsoni (Christie y Hirsfield, 1967). Tamaño: 80-130 m x 40-50 m (contraste de fases). De cuerpo alargado, piriforme o elipsoidal, más angosto en la parte anterior, ciliatura distribuida uniformemente. La cavidad bucal presenta una zona adoral de membranelas localizada en el lado izquierdo, la cual en su extremo posterior sufre un giro hacia el lado derecho, conectándose con el citostoma por una membrana paraoral (ondulante) muy prominente localizada en el lado derecho. El aparato nuclear está conformado por tres a cinco elementos macronucleares y el número de micronúcleos es de ocho a trece; se alimenta de bacterias. No ha sido registrado como habitante común de sistemas de tratamiento biológico de aguas residuales domésticas si embargo es posible encontrarlo en aguas parcialmente tratadas; ni aguas negras sin tratar.

49

Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Clase: Subclase: Orden: Suborden: Género: Especie:

Eucarya Protooza Goldfuss, 1818 Ciliophora Doflein, 1906 Intramacronucleata Lynn, 1996 Spirotrichea Bütschli, 1889 Hypotrichia Stein, 1859 Euplotida Small y Lynn, 1985 Euplotina Small y Lynn, 1985 Aspidisca Aspidisca cicada

20 m

20 m

Figura 7. Aspidisca cicada (Mueller, 1786). Tamaño: 24.5 a 40 m X 16 a 32 m (contraste de fases). Cuerpo ovoide, con el extremo anterior redondeado y el posterior ligeramente truncado. La cara dorsal convexa y la ventral plana. Provisto de seis pliegues o costillas en la parte dorsal. La ciliatura somática está representada por siete cirros frontales y cinco transversales, tiene la zona adoral de membranelas dividida en dos, la zona adoral posterior consta de ocho membranelas, en el citoplasma presenta granulaciones finas. El macronúcleo tiene forma de herradura, el micronúcleo se localiza en el extremo izquierdo anterior, la vacuola contráctil se encuentra en posición posterior; se alimento de bacterias Distribución cosmopolita, se ha encontrado en lodos activados y filtros percoladores. La presencia de este ciliado se asocia con buena eficiencia en la depuración de aguas, es decir, con aguas poco contaminadas. Entre los principales sinónimos de este especie de ciliado se encuentra Aspidisca costata.

50

Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Clase: Subclase: Orden: Suborden: Familia: Género: Especie:

Ecarya Protozoa Goldfuss, 1818 Ciliophora Doflein, 1901 Intramacronucleata Lynn, 1996 Spirotrichea Bütschli, 1889 Hypotrichia Stein, 1859 Euplotida Small y Lynn, 1985 Euplotina Small y Lynn, 1985 Aspidiscidae Ehreberg, 1838 Aspidisca Aspidisca lynceus

10 m

20 m

Figura 8. Aspidisca lynceus. Tamaño: 29-56 m x 20-43 m (contraste de fases). De forma ovoide, con el extremo anterior redondeado y el posterior truncado, dorsalmente presenta un proceso espinoso. En la parte ventral se disponen los cirros de la siguiente manera: cuatro cirros frontoventrales, tres ventrales y cinco transversales. Presenta zona adoral de membranelas dividida en dos zonas la más aparente debajo de la zona ecuatorial constituida por 10 -15 membranelas. El citoplasma presenta granulaciones finas, el macronúcleo tiene forma de herradura mientras que el micronúcleo es esférico y anterior. La vacuola contráctil se localiza posteriormente, a un lado de los cirros transversales. Es un habitante común de aguas dulces parcialmente potables así como de aguas saladas, a nivel mundial se encuentra en medio marino o salobre (Aladro et al., 1990).

51

Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Clase Orden: Suborden: Familia: Género: Especie:

20m

Eucarya Protozoa Goldfuss, 1818 Ciliophora Doflein, 1901 Postciliodesmatophora, Gerassimova &seravin, 1976 Heterotrichia Stein, 1859 Heterotrichida Stein 1859 Heterotrichina Stein, 1859 (en Lee et al., 1985) Spirostomidae Stein, 1865 Spirostomum Spirostomum minus

20m

Figura 9. Spirostomum minus. Tamaño: 450 X 50 m (contraste de fases). Presenta forma cilíndrica, con el extremo anterior redondeado y el posterior truncado, ciliatura somática completa. El citoplasma se observa con gran cantidad de granulaciones y numerosas vacuolas digestivas; el macronúcleo tiene forma ovoide con un micronúcleo. Se ha encontrado a este microorganismo en aguas tanto dulces como salobres en algunas ocasiones en aguas parcialmente tratadas, aunque no es habitante común de estas últimas (Aladro et al., 1990).

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Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Clase: Orden: Suborden: Familia: Género: Especie:

10 m

Eucarya Protozoa Goldfuss, 1818 Cilophora Doflein, 1906 Postciliodesmatophora Gerassimov & Seravin, 1976 Heterotrichea Stein, 1859 Heterotrichida Stein, 1859 Heteritrichina Stein, 1985 Spirostomidae Stein, 1865 Spirostomum Spirostomum teres

10 m

Figura 10. Spirostomum teres. Tamaño: 312-414.2 m x 32.4-48 m, 20X (contraste de fases). Presenta forma cilíndrica, con el extremo anterior redondeado y el posterior truncado. Ciliatura somática dispuesta en 12 cinetias; el peristoma alcanza un tercio de la longitud del cuerpo, en el citoplasma presenta gran cantidad de granulaciones y numerosas vacuolas digestivas; el macronúcleo es compacto y ovoide con un tamaño de 40.2 m x 14.3 m, el micronúcleo tiene un tamaño de 2 m y se encuentra en el centro del cuerpo, la vacuola contráctil (VC) es de tipo lagunar encontrándose en la parte posterior. Habitante común de aguas dulces y salobres, en ocasiones se ha podido encontrar en aguas negras, aunque no es habitante común de estas.

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Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Clase: Subclase: Orden: Familia: Género: Especie:

Eucarya Protozoa Goldfuss, 1818 Ciliophora Doflein, 1906 Intramacronucleata Lynn, 1996 Spirotrichea Bütschli, 1859 Hypotrichia Stein, 1859 Euplotida Small y Lynn, 1985 Euplotidae Ehrenger, 1838 Euplotes Ehrenberg, 1830 Euplotes affinis

20 m

10 m

Figura 11. Euplotes affinis. Tamaño: 55 m X 28 m (contraste de fases) Cuerpo dorsoventralmente aplanado, presenta 18 cirros distribuidos de la siguiente manera 9 frontoventrales, 5 transversales y 4 caudales. En el lado dorsal es posible observar de 5 a 6 costillas o surcos. La cavidad bucal se presenta sin placa frontal cubriendo la parte anterior. El macronúcleo tiene forma de C, el micronúcelo se encuentra cerca de la parte final anterior de la célula; la vacuola contráctil esta en el lado derecho cerca de los cirros transversales; se alimenta predominantemente de pequeños flagelados y bacterias. De distribución cosmopolita, se han encontrado en aguas negras parcialmente tratadas, al igual que la mayoría de las especies de Euplotes es posible encontrarlos en aguas salobres y dulceacuícolas. 54

Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Clase: Subclase: Orden: Familia: Género: Especie:

Eucarya Protozoa Goldfuss, 1818 Ciliophora Doflein, 1906 Intramacronuceata Lynn, 1996 Spirotrichea Bütschli, 1889 Stichotrichia Small Y Lynn, 1985 Sporodotrichia Faurè – Fermient, 1961 Oxitrichidae Ehrenberg, 1938 Oxytricha Oxytrichia phalax

10 m

10 m

Figura 12. Oxytricha phalax. Tamaño: 89 m X 38 m, 400 X (contraste de fases)

Los organismos pertenecientes a esta familia presentan cirros, los cuales utilizan para caminar sobre el substrato. Para alimentarse crean corrientes de agua con la zona adoral de membranelas (ZAM) y atrapan bacterias u otras pequeñas partículas suspendidas. Algunas especies presentan los cirros arreglados en grupos, pero generalmente tienen dos o más de forma separada. Los microorganismos pertenecientes a esta clase son comunes y es posible distinguirlos por la posición y número de los cirros (Patterson et al., 1992). Prolifera en lodos activados, filtros percoladores, tanques Imhoff y aguas negras sin tratar (Luna–Pabello et al., 1991).

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5.2 Clase Oligohymenophorea de Puytorac et al., 1974 (Lee et al., 2000) Esta clase comprende las siguientes subclases con los siguientes ordenes cada una: Subclase: Orden: Subclase: Orden: Orden: Orden: Subclase: Orden: Saubclase: Orden: Orden: Subclase: Orden: Subclase: Orden:

Peniculia Fauré – Fremient in Corliss, 1954 Peniculida Fauré – Fremient in Corliss 1956 Scuticociliatia Small, 1967 Philasteridae Perty, 1852 Pleuronematia Fauré – Fremient in Corliss, 1956 Thygmotrichida Catton & Lwoff, 1922 Hymenostomatia Delage & Hérouard, 1896 Hymenostomatida Delage & Hérouard, 1896 Apostomatia Catton & Lwoff, 1928 Apostomatida Catton & Lwoff, 1928 Pilisuctorida Jankowski, 1966 Peritricha Stein, 1859 Sessilida Kahl, 1935 Astomatia Schewiakoff, 1896 Astomatida Schewiakoff, 1896

Son ciliados con ciliatura bucal especializada la cual comprende tres membranelas y una membrana ondulante, estos organelos no se observan con facilidad; la mayoría son organismos filtradores que comúnmente se alimentan de bacterias. Entre los organismos que se encuentran dentro de este grupo están: Hymenostomatidos los cuales presenta cortas membranelas y una membrana ondulante, la boca generalmente es pequeña y difícil de ver son comunes en sitios enriquecidos con materia orgánica, en este grupo se encuentra: Colpidium, Glaucoma, Tetrahymena. En esta clase también se encuentra al orden de los peritricos cuya ciliatura de la cavidad bucal forma una corona alrededor de la parte anterior de la célula. Generalmente presenta forma de campana aquí se encuentra a organismos como: Astylozoon, Epistylis, Opercularia, Vorticella, Ophrydium, Platicola. Otro orden que se agrupa en esta clase son los peniculados en los cuales las membranelas se dibujan relativamente alargadas, generalmente con tricosistos y vacuola contráctil compleja en forma de estrella, en este orden se encuentra a los siguientes organismos: Frontonia, Paramecium, Urocentrum (Patterson, 1992).

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Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Clase: Subclase: Orden: Familia: Género: Especie:



Eucarya Protozoa Goldfuss, 1818 Ciliophora Doflein, 1901 Intramacronucleata Lynn, 1996 Oligohymenophorea de Puytorac, et al., 1974 Scuticociliatia Small y Lynn, 1967 Philastoridae Perty, 1852 Loxocephalidae Jankowski, 1964 Dexiotricha Dexiotricha plagia

20 m

20 m

Figura 13. Dexiotricha plagia (Stokes, 1885). Tamaño: 50 a 70 m x 25 a 30 m (contraste de fases). Cuerpo cilíndrico, con el polo anterior truncado desprovisto de cilios y el posterior redondeado presenta un cilio caudal. La ciliatura somática es uniforme compuesta de 20 a 30 cinetias, los cinetosomas están compuestos por dicinétidas y monocinétidas. Ciliatura bucal conformada a la derecha por una membrana paroral (ondulante) y a la izquierda por tres membranelas. Presenta de manera adicional una hilera oblicua de cilios asociada con la cavidad bucal en el margen derecho. El macronúlceo es esférico con un micronúcleo ubicado cerca de él. La vacuola contráctil se localiza en la parte subecuatorial del cuerpo, se alimenta de bacterias y algas. Este ciliado, está en sinonimia con Loxocephalus plagius, el cual ha sido registrado anteriormente en aguas de drenajes domésticos, pero no como habitante común de plantas para tratamiento de aguas residuales, los sinónimos de Dexiotricha plagia son: Loxocephalus annulatus; L. liridus; L. simplex; Uronema simplex y Colpodium pannonicum. 57

Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Clase: Subclase: Orden: Familia: Género: Especie:





Eucarya Protozoa Goldfuss, 1818 Ciliophora Doflein, 1906 Intramacronucleata, Lynn 1996 Oligohymenophorea de Puytorac et al., 1967 Scuticociliatia Small, 1967 Philasteridae Perty, 1852 Cyclidiidae Ehrenberg, 1835 Cyclidium Cyclidium glaucoma

20 m

20 m

Figura 14. A) Cyclidium glaucoma (Mueller, 1773). Tamaño: 20-30 m. B) Cyclidium (17.8 m X 11.1 m) en el que se observa el cilio caudal =15.5 m 40 X (Contraste de fases) Cuerpo ovoide con la cara ventral y la dorsal convexa; la región anterior ligeramente truncada y la posterior redondeada. La ciliatura somática dispuesta en 10 cinetias regularmente espaciadas, la región anterior sin cilios y la posterior con un cilio caudal largo. La cavidad bucal ubicada en la superficie ventral del cuerpo, se extiende desde el extremo anterior, hasta la región ecuatorial del organismo. La ciliatura bucal la conforma la membrana paroral (ondulante) que es conspicua y tres mebranelas. El aparato nuclear está constituido por un macronúcleo esférico y un micronúcleo ubicados en la parte anterior. La vacuola contráctil es posterior. Su Alimento consiste en bacterias y algas. De amplia distribución, se desarrolla en aguas con materia orgánica en procesos de descomposición. Se ha registrado que habita en filtros percoladores, lodos activados, tanques Imhoff, reactores biológicos rotatorios (RBRs) y aguas negras sin tratar.

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Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Clase: Subclase: Orden: Suborden: Familia: Género: Especie:

Eucarya Protozoa Goldfuss, 1818 Ciliophora Doflein, 1901 Postciliodesmatophora Faurè – Fremient en Corliis, 1950 Oligohymenophorea de Puytorac et al., 1974 Peniculia Faurè – Fremient en Corliis, 1954 Peniculida Faurè – Fremient en Corliis, 1956 Paramecina Jankowski en Small y Lynn, 1985 Parameciidae Dujardin, 1840 Paramecium Ehrenberg, 1831 Paramecium aurelia



25 m

25 m

Figura 15. A) Paramecium aurelia (Ehrenberg, 1831). Tamaño: 80-170 m B) Paramecium aurelia (84 m X 40 m) (contraste de fases). Cuerpo alargado, en forma de huso, con la parte anterior redondeada y la posterior en forma de un cono amplio (ángulo de 90 aproximadamente). El aspecto superficial de la película corresponde a celdillas hexagonales. Ciliatura somática uniforme dispuesta en 91-97 cinetias contadas a partir de lado derecho del citostoma que se presenta ventralmente. Muestra dos suturas, la preoral y postoral. La ciliatura vestibular está formada por siete cinetias mientras que las estructuras infraciliares de los organoides bucales corresponden a la membrana endoral que presenta 22 cinetosomas espaciados regularmente; cada uno de los penículos está formado por cuatro hileras de cinetosomas, estando más separadas en el tercer penículo (cuádrulo). Con un macronúcleo central ovoide y dos micronúcleos pequeños, cercanos a éste, presenta dos vacuolas contráctiles con canales radiales cortos, el poro de la vacuola se encuentra entre las cinetias dorsales 23-24 mientras que el poro de la vacuola posterior se encuentra entre las cinetias dorsales 22-23. Se alimenta de bacterias. Prolifera en filtros percoladores, lodos activados y aguas negras. 59

Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Clase: Subclase: Orden: Familia: Genero: Especie:

Eucarya Protozoa Ciliophora Doflein, 1901 Intramacronucleata Lynn, 1996 Oligohymenophorea de Puytorac et al., 1974 Peritrichia Stein, 1859 Sessilida Kahl, 1935 Zoothamniidae Sommer, 1951 Zoothamnium Zoothamnium procerius

30 m

30 m

Figura 16. Zoothamnium procerius. Tamaño: 33.3 X 55.5 m (contraste de fases). Los Peritricos son organismos que pueden encontrarse solos o formando colonias siendo comunes y ampliamente distribuidos, son particularmente evidentes en los sistemas de tratamiento de lodos activados; el género más conocido es Voticella, el cual ha perdido los cilios somáticos adaptándose a un estado sésil aunque pueden desprenderse de los flóculos de materia orgánica y flotar libremente en el agua. La larva telotroca de estos organismos es libre nadadora. Zoothamnium es un protozoo colonial, con zooides en forma de campana invertida. Pedúnculo ramificado en forma de zig-zag, por el mionema continuo, el cuál está más o menos al centro, dentro del pedúnculo, y no es sinoidal cuando esta relajado. El género se puede confundir con Carchesium y Pseudocarchesium, en los que el mionema es discontinuo.

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Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Clase: Subclase: Orden: Familia: Género: Especie:

Eucarya Protozoa Ciliophora Doflein, 1901 Intramacronucleata, Lynn, 1996 Oligohymenophorea de Puytorac et al., 1974 Peritrichia Stein, 1859 Sessilida Kahl, 1933 Vorticellidae Ehrenberg ,1838 Vorticella Linnaeus, 1967 Vorticella aquadulcis

30 m

30 m

Figura 17. Vorticella aquadulcis. Tamaño: 33.3 m X 24.4 m (contraste de fases). Este es un organismo solitario, de pedúnculo contráctil, el cuerpo es de forma elíptica, con película estriada fácilmente visible y sin gránulos de reserva refringentes en el endoplasma; se alimenta de bacterias, las cuales son atraídas al citostoma por la corona de cilios que se encarga de hacer corrientes de agua dirigidas hacia dicha estructura, estos organismos se encuentran frecuentemente en aguas dulces. Todos los organismos pertenecientes a esta subclase son sésiles, por lo que se encuentran asociados a los flóculos presentes en los lodos activados.

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Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Clase: Subclase: Orden: Familia: Género: Especie:

Eucarya Protozoa Ciliophora Doflein, 1901 Intramacronucleata, Lynn, 1996 Oligohymenophorea de Puytorac et al., 1974 Peritrichia Stein, 1859 Sessilida Kahl, 1933 Vorticellidae Ehrenberg ,1838 Vorticella Linnaeus, 1967 Vorticella sp.

30 m

30 m

Figura 18. Vorticella sp. Tamaño: 42.8 m X 33.3m (contaste de fases).

Peritrico común, solo presenta cilios que le ayudan a alimentarse formando una banda en la parte anterior de la célula, la cual corresponde a la membranela que genera las corrientes de agua para llevar el alimento a la cavidad bucal en donde se encuentran las vacuolas alimenticias, además tiene otra banda que corresponde a la membrana ondulante; posee un pedúnculo contráctil cuyo movimiento o contracción se lleva a cabo en zig-zag (Patterson y Hedlex, 1992).

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Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Clase: Subclase: Orden: Familia: Género: Especie:

Eucarya Protozoa Ciliophora Doflein, 1901 Intramacronucleata, Lynn, 1996 Oligohymenophorea de Puytorac et al., 1974 Peritrichia Stein, 1859 Sessilida Kahl, 1933 Vorticellidae Ehrenberg ,1838 Vorticella Vorticella convallaria

20 m

20 m

Figura 19. Vorticella convallaria (Linnaeus, 1758). Tamaño: cuerpo 71 X 49 m; pedicelo 120 m (contraste de fases).

Es un organismo solitario, de pedúnculo retráctil, con cuerpo en forma de campana invertida, presenta una película estriada fácilmente visible y sin gránulos de reserva refringentes en el endoplasma. El persitoma mide de 55 – 75 m de ancho, en este organismo el infundíbulo alcanza 1/3 de la longitud total del cuerpo. El macronúcleo es conspicuo y en forma de banda, presenta un solo micronúcleo esférico. La vacuola contráctil se localiza en la parte anterior. Son individuos sésiles de distribución cosmopolita, se presentan frecuentemente a lo largo de todo el año, en todo tipo de aguas, tanto fluidas como estancadas, pero evitan las aguas sucias. Usualmente se encuentran adheridos a diversos soportes, habita frecuentemente en grupos. Se ha registrado su presencia en filtros percoladores y lodos activados (Luna–Pabello et al., 1991). 63

Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Clase: Subclase: Orden: Familia: Género: Especie:

Eucarya Protozoa Ciliophora Itramacronucleata Lynn, 1996 Oligohymenophorea de Puytorac et al., 1956 Peritrichia Stein, 1854 Sessilida Kahl, 1933 Vorticellidae Ehrenberg, 1838 Vorticella Ehrenberg, 1831 Vorticella campanula, 1831

30 m

30 m

Figura 20. Vorticella campanula (Ehrenberg, 1831). Tamaño: cuerpo 50-160 m X 35-100 m; pedúnculo 205-3500 m (contrate de fases). Es un organismo solitario, sésil de pedúnculo contráctil. El cuerpo es en forma de campana invertida, algunas veces con pliegues posteriores. El cuerpo contiene gránulos de reserva refringentes, debido a esto los organismos son muy conspicuos teniendo su cuerpo apariencia negruzca, la película finamente estriada. El peristoma presenta una gran amplitud. Debajo del labio peristomal se constriñe y algunas veces el cuerpo presenta pliegues posteriores. El infundíbulo es amplio. La ciliatura bucal se encuentra distribuida alrededor del peristoma hacia el infundíbulo. El macronúcleo es en forma de banda, tiene un solo micronúcleo. Una sola vacuola contráctil cerca de la cavidad bucal. La parte basal del cuerpo puede algunas veces cubrir la parte superior del pedúnculo, el cual se localiza en posición aboral. Son microorganismos de distribución cosmopolita, se presenta frecuentemente a lo largo del todo el año, tanto en aguas fluidas como estancadas. Usualmente se encuentran adheridos a diversos soportes. Se ha registrado que habita en filtros percoladores, lodos activados y RBR que tratan aguas residuales domésticas (Curds, 1975; Curds, 1983; Rivera et al., 1989). 64

Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Clase: Subclase: Orden: Familia: Género: Especie:

Eucarya Protozoa Ciliophora Doflein, 1901 Intramacronucleata, Lynn, 1996 Oligohymenophorea de Puytorac et al., 1974 Peritrichia Stein, 1859 Sessilida Kahl, 1933 Epistylididae Kahl, 1933 Epistylis Ehrenberg, 1830 Epistylis plicatilis

20 m

20 m

Figura 21. Epistylis plicatilis (Ehrenberg, 1830). Tamaño: zooide 70-160 m X 30-45 m; ramas 90-100 m (contraste de fases).

Este organismo forma colonias ramificadas dicotómicamente, el zooide presenta forma de vaso o campana alargada e invertida y puede presentar pequeñas contracciones que dan origen a los pliegues característicos de su porción final, la película del cuerpo es ligeramente estriada. La ciliatura bucal se encuentra distribuida alrededor del peristoma hacia el infundibulo, este ocupa un tercio de la longitud total del zooide. El aparato nuclear esta compuesto por un macronúcleo en forma de C, ubicado oblicuamente en la parte anterior y un micronúcleo esférico, la vacuola contráctil se encuentra en posición anterior, se alimenta de bacterias.

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Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Clase: Subclase: Orden: Familia: Género: Especie:

Eucarya Protozoa Ciliophora Doflein, 1901 Intramacronucleata Lynn, 1996 Oligohymenophorea de Puytorac et al., 1956 Peritrichia Stein, 1859 Sessilida Kahl, 1933 Operdulariidae Faurè–Fremient en Corliss, 1979 Opercularia Goldfuss, 1820 Opercularia coartata

50 m

50 m

Figura 22. Opercularia coartata. Tamaño: zooide 60-75 m x 20-25 m; ramas 60-100 m (contraste de fases). Son organismos que forman colonias pequeñas compuestas de tres a seis individuos, cuyos miembros se encuentran interrelacionados por medio de un pedúnculo bifurcado, por lo que no son elementos contráctiles, estos organismos presentan cilios que los ayudan a conseguir su alimento. El zooide presenta forma de campana invertida. Ostenta además un pequeño disco peristomal que está soportado por una minúscula estructura que sobresale ligeramente en el extremo apical. El macronúcleo tiene forma de banda y se encuentra ubicado en la porción ecuatorial al igual que la vacuola contráctil solo que esta se encuentra en el extremo anterior; se alimenta de bacterias (Patterson y Hedlex, 1992). Se distribuyen de manera cosmopolita, desarrollándose en aguas con materia orgánica en descomposición. Han sido encontrados en lagunas de oxidación, lodos activados, filtros percoladores y tanques Imhoff en donde se adhieren a detritos y grumos bacterianos. 66

5.3 Clase Litostomatea Small y Lynn, 1981 (Lee et al., 2000) Subclase: Orden: Orden: Orden: Subclase: Orden: Orden:

Haptoria Corliss, 1974 Cyclotrichida Jankowski, 1980 Haptorida Corliss, 1974 Pleurostomatida Schewiakoff, 1896 Trichostomatia Bütschli, 1889 Vestibuliferida de Puytorac, et al., 1974 Entodinomorphida Reichenow in Doflein and Reichenow, 1929

Los organismos pertenecientes a este Clase se dividen en dos grupos arreglados en dos Subclases. En la primera se encuentra a organismos libres nadadores la gran mayoría predadores, por lo que se hallan armados con extrusomas alrededor de la región bucal. Dichos extrusomas se encuentran formando un anillo o corona de cilios en los cuales se encuentran los toxicistos estructuras que al estar en contacto con la presa descargan una sustancia que la inmoviliza para poder ser digerida (En: The Free Encyclopedia), la boca se puede encontrar en la región apical o a lo largo de una región marginal de la célula, dentro de este grupo se puede encontrar a los siguientes Géneros: Amphileptus, Chaenea, Didinium, Lacrymaria, Litonotus, Loxophyllum,Monodinium, Phialina, entre otros (Patterson, 1992). La segunda Subclase que forma el grupo de los litostomateos son los pertenecientes a la Subclase tricostomatia que son organismos endosimbioticos del tracto digestivo de vertebrados estos presentan una depresión o vestíbulo conteniendo cilios somáticos modificados. A continuación se presentan algunas microfotografías de los organismos pertenecientes a la Clase Litostomatea y que son comúnmente encontrados en los sistemas de tratamiento.

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Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Clase: Subclase: Orden: Familia: Género: Especie:

Eucarya Protozoa Ciliophora Doflein, 1901 Intramacronucleata Lynn, 1996 Litostomatea Small y Lynn, 1981 Haptoria Corliss, 1974 Pleurostomatida Schewiakoff, 1896 Litonotidae Kent, 1882 Litonotus Wresniowski, 1870 Litonotus lamella

20 m

20 m

Figura 23. Litonotus lamella (Ehrenberg, 1838). Tamaño: 80-110 m x 12-20 m (Contraste de fases). Cuerpo lanceolado con el extremo anterior ligeramente truncado y curvo, la parte posterior redondeada. La región anterior presenta en uno de los bordes laterales una serie de tricosistos, observándose también en la región posterior pero en menor número. Ciliatura somática representada por 14 -17 cinetias paralelas, el citostoma es anterior en forma de hendidura. Citoplasma granuloso, presentá dos macronúcleos ovoides centrales y un micronúcleo entre ellos, la vacuola contráctil se encuentra en el extremo posterior, se alimenta de flagelados y ciliados como son Cyclidium y Uronema. Su distribución es cosmopolita, siendo común en aguas contaminadas con materia orgánica en descomposición, se le ha encontrado en lodos activados (Madoni et al., 1985), filtros percoladores (Bick, 1972; Curds, 1975) así como en reactores biológicos rotatorios (Luna–Pabello, 1987; Rivera et al., 1989).

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Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Clase: Subclase: Orden: Familia: Género: Especie:

Eucarya Protozoa Ciliophora Doflein, 1901 Intramacronucleata Lynn, 1996 Litostomatea Small y Lynn, 1981 Haptoria Corliss, 1974 Haptorida Corliss, 1974 Trachelophyllidae Kent, 1882 Trachelophyllum Claparéde y Lachmann, 1859 Trachelophyllum pusillum

50 m

50 m

Figura 24. Trachelophylum pusillum. Tamaño: 50 m X 11.1 m (contraste de fases). Presenta cuerpo elongado, aplanado y flexible, posee tricosistos, dos macronúcleos con un micronúcleo cada uno, la vacuola contráctil, se encuentra en la parte terminal. El citostoma se encuentra en la parte apical de la célula armada con tricosistos. La ciliatura corporal es completa y uniforme. Este es un organismo libre nadador que se alimenta por depredación de bacterias. Ampliamente distribuido en los habientes salobres y ocasionalmente en aguas dulces, así como en aguas parcialmente tratadas.

69

5.4 Clase Phyllopharyngia de Puytorac et al., 1974 (Lee et al., 2000) Subclase: Orden: Orden: Subclase: Orden: Orden: Subclase: Orden: Orden: Subclase: Orden: Orden: Orden:

Phyllopharingia de Puytorac et al., 1974 Clamydodontida Deurox, 1976 Dysteriida Deurox, 1976 Chonotrichia Wallengreen, 1895 Exogemmida Jankowski, 1972 Cryptogemmida Jankowski, 1975 Rhynchodia Chatton & Lwoff, 1939 Rhychodida Chatton & Lwoff, 1939 Hypocomatida Deurox, 1976 Suctoria Claparéde y Lachmann, 1858 Exogenida Collin, 1912 Endogenida Collin, 1912 Evaginogenida Jankowski in Corliss, 1979

Los ciliados pertenecientes a esta clase incluyen algunos organismos extremadamente especializados. Generalmente son células móviles que tienen cilios restringidos a la parte ventral de la superficie corporal, su cuerpo es generalmente aplanado dorsoventralmete, los organismos pertenecientes a la Subclase Suctoria son organismos generalmente sésiles, no ciliados, ya que poseen uno o más tentáculos que son estructuras especializadas para la captura del alimento, por lo que es en estas estructuras donde se encuentran los extrusomas. Presentan larva libre nadadora para la dispersión, por lo que esta etapa de su ciclo de vida no presenta ni tentáculos ni tallo. Es un grupo adaptado a la vida sedentaria al igual que los organismos pertenecientes a la Clase Chonotrichia que también son sésiles en la etapa adulta, presentando larvas (trofonte) libres nadadoras razón por la cual en estado adulto han sufrido cambios considerables en su forma y apariencia. La boca (citostoma) de los Phyllopharyngia frecuentemente se encuentra rodeada por cintas microtubulares llamadas phyllae, en otros la boca se encuentra modificada en tentáculos flexibles con extrusomas tóxicos (The science of life, 2005).

70

Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Clase: Subclase: Orden: Familia: Género: Especie:

A)

5 m

Eucarya Protozoa Ciliophora Doflein, 1901 Intramacronucleata Lynn, 1996 Phyllopharyngea de Puytorac et al., 1974 Phyllopharyngia de Puytorac et al., 1974 Clamydodontida Deroux, 1976 Chilodonellidae Stein, 1851 Chilodonella Strand, 1928 Chilodonella uncinata

B)

40 m

C)

40 m

Figura 25. A) Chilodenella uncinata (Ehrenbreg, 1838) Strand, 1938. Tamaño: 50-90 m (contraste de fases). Cuerpo ovoide con la cara ventral aplanada y la dorsal convexa. En la superficie ventral presenta aproximadamente 11 hileras de cilios de diferente longitud distribuidos de la siguiente manera: cinco del lado derecho y seis del lado izquierdo. La mayoría de las cinetias convergen en la sutura preoral localizada en la parte anterior izquierda. En la superficie dorsal anterior se localiza una hilera corta de cilios transversales. El citostoma presenta una cinetia preoral completa, la canasta faríngea conformada por varias varillas microtubulares, las cuales presentan en su parte anterior unos “dientes” que rodean al citostoma que en la parte posterior se unen formando una espiral. El aparato nuclear consta de un macronúcleo esférico colocado en el tercio posterior del cuerpo y un micronúcleo cercano a este. Presenta dos vacuolas contráctiles localizadas una en la parte anterior y otra en la posterior. Se alimenta de bacterias, diatomeas y algas verde–azules. De distribución cosmopolita, prolifera en filtros percloradores, reactores biológicos rotatorios (RBRs), sistemas de lodos activados, aguas negras y lagunas de oxidación.

71

Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Clase: Subclase: Orden: Familia: Género: Especie:

Eucarya Protozoario Ciliophora Doflein, 1901 Intramacronucleata Lynn, 1996 Phyllopharyngia de Puytorac et al., 1974 Suctoria Claparède & Lachmann, 1858 Exogenida Collin, 1912 Podophryidae Haeckel, 1866 Podophrya Ehrenberg, 1838 Podophrya fixa

20 m

20 m

Figura 26. Podophrya fixa. Tamaño: 20-38 m (contraste de fases).

Cuerpo de forma esférica, presenta un pedúnculo de aproximadamente 37m de largo. Tiene de 12 a 15 tentáculos suctores, cuyos extremos terminales presentan una prominencia, distribuidos regularmente y de tamaño similar. El aparato nuclear está constituido por un macronúcleo y un micronúcleo esférico localizados en el centro. La vacuola contráctil se localiza en la posición anterior, se alimenta de otros ciliados. Su distribución es cosmopolita, se encuentra presente en aguas contaminadas con material biodegradable. Se han encontrado en filtros percoladores, lodos activados así como drenajes de aguas negras, generalmente se observa adherido a grumos, bacterias y detritos (Anaya, 1992).

72

6. Otros microorganismos presentes en los sistemas de tratamiento Aparte

de los ciliados, en los sistemas de tratamiento de aguas residuales, se encuentran los flagelados que son organismos libres nadadores pertenecientes también al reino protozoa, así como algunas especies de amibas desnudas. Otros eucariontes presentes son las algas y hongos microscópicos, los cuales llegan a formar grandes filamentos. También existen algunos micrometazoos tales como rotíferos, gastrotricos y nemátodos. No obstante, las bacterias, constituyen los microorganismos más abundantes en los sistemas de tratamiento. En la figura 28 se esquematiza el árbol filogenético de dichos microorganismos, los cuales se encuentran tanto en libre suspensión, como formando agregados (figuras 31 y 32). Las bacterias son organismos procarióticos pertenecientes al dominio Bacteria y según la secuenciación del ADN ribonucleico de los ribososmas (rRNA) permite diferenciar doce linajes (reinos) dentro de este dominio. En los STAAR, es posible encontrar todos los organismos antes mencionados, formando así un ecosistema artificial ampliamente diverso el cual incluye la presencia de microorganismos depuradores, contaminantes, patógenos e indicadores, estos últimos conocidos también como indicadores biológicos o bioindicadores. Es a este último grupo. Al cual el presente documento le ha prestado mayor relevancia por su aplicación en el control y toma de decisiones en el manejo de STAAR.

73

74

Figura 27. Árbol filogenético detallado de los principales linajes de bacterias basado en la secuencia de RNA (Tomado de Madigan et al., 2004).

A)

20 m

B)

20 m

Figura 28. A) Apariencia general de grumo microbiano observado a un aumento de 40 X. B) Flóculo bacteriano libre de filamentos, 40 X (contraste de fases).

20 m

20 m

Figura 29. Bacterias en forma de espirilos y cocos, 40 X (contraste de fases).

75

6.1 Microorganismos filamentosos Como ya se mencionó, también es posible encontrar microorganismos que forman agregados filamentosos, los cuales si se encuentran en un número muy elevado dan origen a problemas de operación, así como de la calidad del agua tratada. Los microorganismos filamentosos se identifican rutinariamente sobre la base de sus características morfológicas y reacciones de varios procedimientos de tinción, siguiendo los métodos detallados en los Manuales de Eikelboom y Van Buijsen y el de Jenkins et al. (1993). De manera más reciente, se han empleado métodos biológicos basados en la secuencia del RNA ribosomal 16 S para determinar sus relaciones filogenéticas (Pacheco et al., 2000). En las siguientes microfotografías se muestran algunos de los microorganismos filamentosos que es posible encontrar en sistemas de tratamiento aerobio de aguas residuales.



20 m

Figura 30. Flóculo con bacterias filamentosas, 40 X (contraste de fases).

76

20 m

A)

B)

20 m

Figura 31. A) Bacterias filamentosas (móvil, >820 m X 2.2 m) 40 X. B) Beggiatoa sp. Bacteria filamentosa móvil con gránulos brillantes, de 3.15 m de ancho (contraste de fases).



100 m

Figura 32. Beggiatoa sp. y Thiothrix sp. Flóculo de 613.6 m X 519.2 m (campo oscuro).

77

6.2 Flagelados Los flagelados en general son microorganismos de vida libre cuya medida típicamente va de 5 – 20 m y pertenecen al Dominio Eucarya y al Reino Protozoa. Su nombre se debe a que presentan flagelos, los cuales son estructuras a manera de látigos (1 ó más) de aproximadamente 0.5 m de diámetro, que emplea para su locomoción. Normalmente se presenta solo un flagelo cuya longitud es igual o más grande que el cuerpo. Cuando los flagelados se encuentran activos sus flagelos se mueven con demasiada rapidez lo que dificulta su observación. A continuación, se presentan algunas microfotografías de los flagelados que se pueden encontrar en los sistemas de tratamiento aerobio de aguas residuales. Dominio: Reino: Phylum: Clase: Orden: Suborden: Género: Especie:

Eucarya Protozoa Euglenozoa Cavallier–Smith, 1981 Euglenoidea Bütschli, 1884 Euglenida Bütschli, 1884 Heteronematina Leedale, 1967 Peranema Dujardin, 1841 Peranema sp.

50 m

50 m

Figura 33. Peranema sp. Tamaño: 50 m X 15.5 m, 40 X (contraste de fases). Este microorganismo se encuentra en agua ricas en materia orgánica, también es posible encontrarlos en suelos y en aguas parcialmente tratadas.

78

Dominio: Reino: Phylum: Clase: Orden: Suborden: Género:

Eucarya Protozoa Euglenozoa Cavallier–Smith, 1981 Euglenoidea Bütschli, 1884 Euglenida Bütschli, 1884 Euglenina Bütschli, 1884 Euglena Ehrenberg, 1830

40 m

00 m

Figura 34. Euglena sp. Tamaño: 56.7 m X 16 m, 40 X (contraste de fases). Los euglenidos son un grupo cosmopolita de flagelados marinos y de aguas dulces pueden ser verdes o de colores, de vida libre o parásitos. La célula es elongada, esférica u ovoide, fusiforme variando en longitud de 15 a 500 µm, son pocas las especies sésiles dentro de los cuales se puede incluir al microorganismo colonial Colacium. La mayoría son libres nadadores. La figura 37 muestra un flagelado fotosintético tipo euglenido que posee pigmentos verdes como los cloroplastos. Se distinguen fácilmente ya que presentan solo un flagelo que emerge como organelo locomotor (pocas especies presentan un flagelo emergente). Cuando se encuentra en movimiento su locomoción involucra una rotación helicoidal de la célula. Muchas especies exhiben movimiento euglenoide cuando dejan de nadar, En agua dulce, existen alrededor de 125 especies (Lee et al., 2000).

79

Dominio: Reino: Phylum: Clase: Orden: Suborden: Género: Especie:

Eucarya Protozoa Euglenozoa Cavlier–Smith, 1981 Euglenoidea Bütschli, 1884 Euglenida Bütschli, 1884 Sphenomonadida Leedale, 1967 Petalomonas Stein, 1859 Petalomonas sp.

20 m

20 m

Figura 35. Petalomonas sp. Tamaño: 44.4 m X 27.7 m, 40 X (contraste de fases). Estos flagelados son células con dos flagelos emergentes y un aparato de digestión no visible. Microorganismos fagotróficos y/o osmotróficos, rígidos, fusiformes o triangulares, usualmente aplanadas y en forma de hoja, aunque el aparato alimenticio no es visible al microscopio fotónico, en algunas especies este es un aparato alimenticio simple el cual consta de un canal con una abertura subapical con un flagelo emergente dirigido anteriormente, este grupo presenta 60 especies de agua dulce (Patterson y Hedlex, 1992).

80

6.3 Amebas Las amibas son organismos que se distinguen por la presencia de seudópodos, las cuales son extensiones temporales que forma la célula, que también se presentan como flagelos haciéndolos difíciles de observar. Las amibas se distinguen por su forma y número de seudópodos además de otras estructuras morfológicas como es la vacuola contráctil, la apariencia del núcleo así como su tipo de división y su ciclo de vida. Las amibas presentan muchos seudópodos (polipodiales) o presentan uno solo (monopodial) el cual le permite avanzar hacia el frente, algunas amibas producen una loriga o testa cuyas paredes pueden ser orgánicas a la cual se le adhiere material, o pueden estar formadas por secreciones de elementos inorgánicos; las amibas testadas son generalmente identificadas por la apariencia de la testa. El grupo de los heliozoarios presenta seudópodos rígidos llamados acnipodos que son soportados por un eje central que es el axonema, estos actinopodos presentan muy poca actividad por lo que se tienen que observar cuidadosamente para poder distinguir su movimiento; estos organismos también se clasifican como amoebas (Patterson, 1992). A continuación se presentan algunas microfotografías de las amibas que es posible encontrar en los sistemas de tratamiento de aguas residuales. Los grupos de amibas se distinguen por la forma y el número de los seudópodos, las vacuolas contráctiles, la apariencia y la división nuclear.

81

Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Superclase: Clase: Oeden: Familia: Género: Especie:

A)

Eucarya Protozoa Sarcomastigophora Honinberg y Balamunth, 1963 Sarcodina Schmarda, 1845 Rhizopodea Von Siebold, 1845 Gymnamoebae Euamoebida Lepsi, 1960 Hartmannellidae Alexeieff, 1912 Hartmannella Hartmannella sp.

20 m

B)

20 m

Figura 36. A) Hartmanella sp. Tamaño: 22.2 m X 6.66 m, 40 X. B) Amoeba sp. Tamaño: 66.6 m X 44.4 m con un Cyclidium sp.y una ameba pequeña al lado (contraste de fases). Esta célula es monopodial con una prominente zona hialina anterior. Citoplasma con prominentes cristales citoplasmáticos pero habitualmente con cristales pequeños. Frecuentemente con una vacuola contráctil, mitocondrias alargadas; presenta forma redonda o fuertemente oval. Se encuentra en aguas dulces aunque también las hay marinas (Patterson y Hedlex, 1992).

82

Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Superclase: Clase: Orden: Familia: Género: Especie:

Eucarya Protozoa Sarcomastigophora Honinberg y Balamunth, 1963 Sarcodina Schmarda, 1845 Rhizopodea Von Siebold, 1845 Gymnamoebae Euamoebida Lepsi, 1960 Amoebida Alexeieff, 1912 Amoeba Bory de St. Vincent, 1825 Amoeba radiosa

20 m

20 m

Figura 37. Amoeba radiosa. Tamaño: 11 m de diámetro, 40 X (contraste de fases). Usualmente polipodiales con uno o más seudópodos dominantes; estas son células irregulares con citoplasma granular, frecuentemente contienen cristales piramidales, con un solo núcleo en forma de disco ovoidal algunas veces con gránulos periféricos (Patterson y Hedlex, 1992).

83

A)

30 m

B)

25 m

Figura 38. A) Amoeba sp. Tamaño: 144 m X 33 m, 40 X (contraste de fases), B) Amoeba sp. Tamaño: 25 m X 16 m, 40X (contraste de fases).

84

Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Superclase: Clase: Orden: Suborden: Familia: Género: Especie:

Eucarya Protozoa Sarcomastigophora Honinberg y Balamunth, 1963 Sarcodina Schmarda, 1845 Rhizopodea Von Siebold, 1845 Gymnamoebae Arcellinida Kent, 1880 Arcellina Heackel, 1894 Arcellidae Ehrenberg, 1843 Arcella Ehrenberg, 1843 Arcella sp.

5 m

10 m

Figura 39. Arcella sp. Tamaño: 16.6 m X 4.4 m, 40 X (contraste de fases).

Esta es una amoeba testada que tiene un pseudópodo loboso; la testa presenta una sola abertura central por la cual emerge el pseudópodo locomotor y alimenticio, algunas veces el pseudópodo es visible cuando es proyectado fuera de la testa. La testa es generalmente incolora pero puede acumular sales minerales del medio y llegara a verse pardorrojiza al paso del tiempo. El individuo es sólo visible al ser impregnado con sales metálicas, el organelo más prominente que presenta y que es visible es el núcleo (Patterson y Hedlex, 1192).

85

Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Superclase: Clase: Oeden: Familia: Género: Especie:

Eucarya Protozoa Sarcomastigophora Honinberg y Balamunth, 1963 Sarcodina Schmarda, 1845 Rhizopodea Von Siebold, 1845 Gymnamoebae Euamoebida Lepsi, 1960 Paramoebidae Poche, 1913 Mayorella Schafter, 1926 Mayorella sp.

20 m

50 m

Figura 40. Mayorella sp. Tamaño: 111 m X 55.5 m, 40X (contraste de fases).

Este tipo de amebas presentan seudópodos digitiformes extendidos, con un tamaño promedio de 35 µm de largo. Su cuerpo generalmente es irregular, con un núcleo usualmente esférico y un nucleolo central, muchos ejemplares poseen prominentes cristales citoplasmáticos. Es un habitante común de aguas dulces y marinas (Patterson y Hedlex, 1992).

86

Dominio: Reino: Phylum: Subphylum: Superclase: Clase: Oeden: Familia: Género: Especie:

Eucarya Protozoa Sarcomastigophora Honinberg y Balamunth, 1963 Sarcodina Schmarda, 1845 Rhizopodea Von Siebold, 1845 Gymnamoebae Euamoebida Lepsi, 1960 Paramoebidae Poche, 1913 Mastigamoebae Mastigamoebae sp.

25 m Figura 41. Mastigamoebae. Tamaño: 44.4 m X 28.8 m, 40 X (contraste de fases). Las mastigamebas son amibas testadas con seudópodos loboseos, en la testa presenta una simple abertura en la parte central por el cual emerge el seudópodo que le permite moverse y alimentarse (Patterson y Hedlex, 1992).

87

6.4 Micrometazoos Los micrometazoos son organismos multicelulares holozoicos que se desarrollan a partir de embriones. Los gametos se forman dentro de órganos sexuales multicelulares o cuando menos en células somáticas circundantes. Los metazoos incluyen a los seres generalmente considerados como animales y cuya diversidad es enorme; existen 29 Phyla. A continuación se presenta un árbol filogenético de los micrometazoos.

Figura 42. Árbol filogenético de el reino animal mostrando las líneas de protostomados y deuterostomados en las características embrionarias (Tomado de Barnes, 1980).

88

De los 29 Phyla, sólo se han reportado algunos de ellos en los sistemas de tratamiento, como se indica a continuación o

Phylum Gastrotricha: Organismos con cuerpos flexibles, usualmente con cilios locomotores, boca que se abre en la parte anterior y dos estructuras adhesiva posteriores. Los gastrotricos son un phylum compuesto por más de 400 especies de pequeños invertebrados acuáticos cosmopolitas. El grupo se divide en dos clases: los macrodásidos, de aguas marinas y salobres, y los quetonótidos, de aguas dulces y del medio intersticial del fondo. Son animales microscópicos de cuerpo alargado, provisto de cilios en su parte ventral mientras que en la dorsal presentan escamas o ganchos, es posible observar un extremo cefálico más o menos definido y un extremo caudal bifurcado, son translúcidos e incoloros. Carecen de sistema circulatorio, la respiración es cutánea; el sistema nervioso lo forman dos ganglios cefálicos conectados entre sí de los cuales parten sendos nervios laterales que recorren todo el cuerpo. Poseen en la cutícula unos característicos tubos adhesivos que son estructuras glandulares asociadas con una musculatura propia, y que le sirven para fijarse al sustrato. Se alimentan, por succión de la faringe, de pequeñas partículas orgánicas, principalmente protozoos, bacterias y algas unicelulares. Son hermafroditas y copulan flexionando sus cuerpos; los huevos, una vez fecundados, son liberados por rotura de la pared corporal.



(En: http://www.geocities.com/CapeCanaveral/Cockpit/5591/gastrotricos.htm).

o

Phylum Rotífera: Organismos que generalmente presentan cilios reducidos a dos grupos usados para la alimentación, ya que con ellos crean fuertes corrientes de agua. La superficie del cuerpo usualmente rígida y normalmente formada de elementos articulados, presentan una estructura que es fácilmente visible al microscopio conocido como mastax esta estructura forma parte del aparato digestivo de estos organismos (AYMA, 2005).

o

Phylum Nemátoda: Estos microorganismos presentan cuerpo en forma de gusano redondo, se mueven en forma serpenteante sobre el sustrato, típicamente presenta un faringe muscular en la parte final anterior (Patterson, 1992); incluyen un grupo de organismos tanto de vida libre como parásitos de plantas y de animales, son comunes en todo tipo de habitas (aguas marinas y terrestres, suelos) su tamaño varia desde unas cuantas micras hasta más de 40 cm, poseen órganos sensoriales llamados anfidios que se localizan en la parte anterior del cuerpo, y fasmidios localizados en la parte posterior del cuerpo ambos órganos sensoriales son quimiorreceptores (Bonet, 2005).

89

A continuación se presentan algunas microfotografías de los micrometazoos más comúnmente encontrados en los sistemas de tratamiento.

Dominio: Reino: Subreino: Phylum: Orden: Orden:

Eucarya Animalia Metazoa Gatrotricha Macrodasyida 20m Chaetonotida

20 m

20 m

Figura 43. Chaetonotus sp. Tamaño: 144 m X 22 m, 40X (contraste de fases).

90

Dominio : Reino: Subreino: Phylum: Clase: Clase: Clase:



Eucarya Animalia Metazoa Rotifera Monogononta Bdelloidea Seisonacea

35m

35m

Figura 44. Philodina sp. Tamaño 360 m X 42.7 m, 25 X (contraste de fases).

Microorganismo que se caracteriza por presentar dos manchas oculares detrás del palpo dorsal sobre el cerebro, en el pie presenta cuatro dedos (AYMA, 2005).

91

Dominio: Reino: Subreino: Phylum: Clase: Clase:

Eucarya Animalia Metazoa Nematoda Phasmidia Aphsmidia

20m



A)

20m

B)

70m

Figura 45. A) Nemátodos (200 m x 11m) 40 X (Contraste de fases), presentan una cutícula proteínica que los cubre, son gusanos filiformes de cuerpo delgado con los extremos aguzados gradualmente. B) Nemátodo (368 m X 9.5 m) 10 X.

92

Dominio: Reino: Subreino: Phylum: Clase: Clase: Clase:



A)

Eucarya Animalia Metazoa Annelida Oligochaeta Polychaeta Hirudinea

100 m

B)

100 m

Figura 46. A) Oligoqueto. Tamaño: 640 m X 75m, 10 X (contraste de fases). B) Aeleosoma sp.Tamaño: 700m X 50-60m, 25 X (contraste de fases). Los oligoquetos (pocos pelos) son gusanos que viven en agua dulce o el medio terrestre, en general son organismos sedimetivoros o detritivos, la mayoría son hermafroditas. Aunque algunas especies se han convertido en depredadoras, en general son sedimentívoros (geófagos), y transforman en humus la materia vegetal en descomposición. El aparato excretor está formado por metanefridios. Son organismos hermafroditas casi en la totalidad de las especies, con los testículos situados por delante de los ovarios. Los individuos adultos presentan clitelo, que es una zona glandular en la parte media del cuerpo que participa en la formación del capullo secretando moco y material quitinoide, el capullo es una estructura que protege y alimenta al embrión (ya que contiene albúmina); no existe estado larvario, el desarrollo es directo (En: http://www.uam.es/personal_pdi/ciencias/friesea/anelidos.htm). La Clase Oligochaeta se divide en los siguientes órdenes:

o

Branchiobdellida

o

Lumbriculida



o

Haplotaxida

o

Moniligastrida

93

Bibliografía Anaya HCC. (1992). Estudio de los protozoarios ciliados presentes en un sistema de tratamiento biológico de un efluente industrial petroquímico. Tesis profesional Biología, Facultad de Ciencias, UNAM. 156 p. Anónimo. Anélidos Características. (en línea, citado el 12 de agosto de 2005). Disponible a través de http://www.uam.es/personal_pdi/ciencias/friesea/ anelidos.htm : APHA, AWWA y WEF. (1998). Standar Methods: For the examination of water and wastewater. 20th Edition. Edited by Clesceri SL, Greenberg EA, Eaton DA. Washington DC. 10162 pp. Adl SM, Simpson AGB, Farmer MA, Andersen RA, Anderson OR, Barta JR, Bowser SS, Brugerolle G, Fensome RA, Fredericq S. James TY, Karpov S, Kugrens P. Krug J, Lane CE, Lewis LA, Lodge J, Lynn DH, Mann DG, McCourt, MendozaL, Moestrup O, Mozley-Standridge SE, Nerard TA, Shearer CA, Smirnov AV, Spiegel FW y Tylor MFJR. 2005. The new higher level classification of eukaryotes with emphasis on taxonomy of protists. Journal of Eukaryotic Microbiology, 52: 399-459. Aladro–Lubel MA (2006). Principales clasificaciones de los Protozoos. Púb. Las Prensas de Ciencias, UNAM. 90 pp. Aladro–Lubel MA, Martínez MME y Mayen - Estrada R. (1990). Manual de ciliados psamofilos marinos y salobre de México. Cuadernos 9. Instituto de Biología, UNAM. 167 Pp. AYMA 2005: Atlas de Microorganismos: Rotíferos (en línea, citado el 16 de octubre de 2005). Disponible a través de http://personal.telefonica.terra. es/web/ayma/atlas_r.htm

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101

Anexos

A.1 Técnicas para la determinación de protozoos ciliados en aguas residuales

A) Técnicas temporales para la observación de protozoos ciliados in vivo utilizando retardadores de movimiento ciliar:

o

Metilcelulosa: Para preparar esta solución se necesitan 10 g de polvo de metilcelulosa y 100 mL de agua corriente (de la llave). Calentar el agua hasta que alcance una temperatura de ± 85º C (evitar la ebullición), dispersar el polvo de metilcelulosa en el agua. Agitar rápida y constantemente mientras se enfría la mezcla en un baño de hielo a 5º C. La solución es ya estable a temperatura ambiente y se puede almacenar en un frasco con tapa hermética.

o

Desecación: este procedimiento consiste en elaborar una preparación fresca, la cual se dejo secar a la intemperie durante un intervalo de 5 a 10 minutos obteniéndose también buenos resultados.

103

A.2 Preparaciones permanentes 1)

Colorantes Vitales: Los colorantes vitales pueden ser diversos como por ejemplo el verde luz al 1% acuoso; con el cual se tiñe el núcleo, las vacuolas digestivas, y además se resaltan los cilios.

Este colorante es que da mejores resultados, ya que otros colorantes como el azul de metileno y el verde de metilo ocasionan la deformación y sobretinción del organismo. 2)

Para las preparaciones permanentes; también se pueden utilizar diferentes técnicas.

o

Técnica de Klein: La técnica de Klein (1958) no utiliza ningún fijador, si no simplemente se deja secar, lo cual puede ocasionar que los organismos sufran una ligera deformación. Sin embargo, es una técnica que resalta las estructuras argentófilas, estructuras afines a la plata, tales como los cinetosomas, las cinétias, los poros de las vacuolas contráctiles, el citostoma y el citoprocto.

Procedimiento: o

Colocar una gota de cultivo sobre el portaobjetos y extenderla con una aguja de disección, dejar al secar al aire libre.

o

Introducir el portaobjetos en una solución de nitrato de plata al 5% durante 5 minutos.

o

Retirar el porta objetos de la solución y lavarlo dos veces con agua destilada o corriente.

o

Colocar el portaobjetos en una caja de Petri con agua destilada y fondo blanco. Irradiar con una lámpara de luz ultravioleta la preparación hasta que tome un color café claro (de 2 a 5 minutos).

o

Lavar con agua destilada

o

Dejar secar al aire libre y montar en bálsamo de Canadá.

o

Observar los resultados al microscopio.

104

Técnica de protargol de Lee – Bovee – Hutner (1958) Esta técnica resulta adecuada para la observación de las estructuras argentófilas como son: cinetosomas, cinétias, poros de las vacuolas contráctiles, citoprocto, argiroma y de manera indirecta hace resaltar el aparato nuclear. Para aplicar esta técnica es necesario realizar previamente la adhesión de los microorganismos a un portaobjetos, para lo cual se recomienda utilizar el adhesivo de Haupt u otra que resulte conveniente. Procedimiento: o

Colocar el portaobjetos con los ciliados adheridos, en una solución de permanganato de potasio al 0.5% por 5 minutos, las células se tornan color pardo. Cuando esta solución no se utilice deberá permanecer en refrigeración y desecharse si adquiere una coloración parda.

o

Lavar en agua corriente para remover el exceso de permanganato de potasio. Escurrir después de cada lavado, el agua de escurrimiento deberá ser transparente al final de este paso.

o

Colocar el portaobjetos en una solución de ácido oxálico al 5% por 5 minutos y escurrir, este removerá la coloración producida por el paso anterior.

o

Lavar y escurrir de tres a seis veces con agua corriente, para remover el ácido oxálico, el cual inhibe la tinción por protargol.

o

Colocar el portaobjetos en una solución de protargol con una concentración de 0.5 a 2%. El protargol debe espolvorearse sobre el agua destilada, dejando que se disuelva solo (no mezclar ni agitar). Medir el pH y de ser necesario ajustarlo a 8.8 con una solución 0.1 N de hidróxido de sodio. Antes de introducir el portaobjetos en la solución de protargol deben introducirse laminillas o alambres de cobre lijado, flameados y pasados por etanol.

o

Extraer los portaobjetos una vez que el protargol haya bajado a un pH de entre 6.8 y 7, normalmente una noche, colocarlos en una solución de hidriquinona al 1% disuelta en sulfito de sodio al 5% por 5 a 10 minutos (para revelar la plata), desecharla cuando tome un tono pardo.

o

Lavar con agua corriente de 2 a 3 veces, escurrir después de cada lavado.

o

Los portaobjetos deben secarse y meterse rápidamente en una solución de cloruro de oro al 1% para dar tono.

105

o

Colocar los portaobjetos en una solución de ácido oxálico al 2% por 5 minutos como máximo.

o

Lavar una vez en agua corriente y escurrir, revisar al microscopio.

o

Colocar el portaobjetos en una solución de tiosulfato de sodio al 5% durante 5 minutos (para fijar la tinción).

o

Lavar en agua destilada y escurrir

o

Deshidratar gradual y lentamente en isopropanol de 15, 30, 50, 70,90 y 100% por 5, 6, 7, 8, 9 y 10 minutos respectivamente.

o

Trasladar el portaobjetos al xilol durante 10 minutos.

o

Montar en bálsamo de Canadá.

o

Después de que la preparación haya secado, observar al microscopio.

106

A.3 Técnica de adhesión

En general, para preparaciones permanentes, es recomendable la aplicación de laguna de las siguientes técnicas de adhesión. o

Adhesivo de Haupt: Se prepara con 1 g de grenetina disuelta en 10 mL de agua destilada calentada a 30 oC, cuando este completamente disuelta agregar 2 g de cristales de fenol y 15 mL de glicerina químicamente pura, homogenizar completamente y filtrar dos veces.

Procedimiento: o

Colocar una gota pequeña del adhesivo sobre el portaobjetos, extenderla completamente sobre la superficie del mismo, de tal manera que quede solamente una capa delgada y homogénea, de lo contrario es más fácil que se desprenda.

o

Agregar al portaobjetos en una estufa a 40 oC sobre una plancha caliente, para que seque.

o

Agregar al portaobjetos una gota de organismos previamente fijados (el fijador puede ser formol al 4% o solución de Bouin), dejar que seque y agregar nuevamente otra gota.

o

Proceder con los pasos de la técnica de tinción supravital elegida.

Adhesión de Curds – Gates – Roberts (1983): En un recipiente pequeño fijar los ciliados por 5 a 10 minutos con Bouin, (75 ml de solución saturada de ácido pícrico, 25 mL de formol y 5 mL de ácido acético glacial); no se debe mantener a los ciliados en este fijador por periodos largos. o

Deshidratar con alcohol isopropílico al 70% y absoluto. No es necesario remover todo el fijador durante este procedimiento. Centrifugar a abaja revolución (100 a 200 rpm).

o

Esparcir sobre le portaobjetos una mezcla de albúmina: glicerina 2:1 y secar en una placa caliente (45 - 50 oC) hasta que este pegajosa. Añadir una gota del cultivo y dejarlo sobre la placa por 1 ó 2 minutos para que el alcohol se evapore y la glicerina los adhiera. La albúmina o clara de huevo debe ser fresca.

107

o

Cubrir con alcohol / formol (en proporción 1:1) y dejarlo durante 5 a 30 minutos para que se asiente la albúmina. El formol es de tipo comercial (40%) y el alcohol es etílico absoluto.

o

Trasladar el portaobjetos en la siguiente secuencia de alcoholes: isopropilicos 95%, etílico absoluto (2 veces) y metílico absoluto, durante 5 minutos en cada uno, para deshidratar a los organismos.

o

Sumergir en alcohol metílico absoluto con parlodión al 0.5% hasta que tenga apariencia lechosa.

o

Trasladar a la siguiente secuencia de alcoholes: isopropílico 70%, 50% y 30% durante 5 minutos en cada uno, para hidratar a los microorganismos.

o

Lavar rápidamente tres veces en agua destilada, una inmersión más prolongada en el agua tiende a desprender la albúmina.

o

Aplicar la técnica de tinción supravital seleccionada (ver Luna – Pabello et al., 1991, 1994).

108

Glosario m

Actinopodio: Un tipo de seudópodo que sirve para capturar el alimento, generalmente se encuentra radiado alrededor de poros centrales de policistinos. Pueden estar soportados por un esqueleto de espinas o microtubulos.

m

Amoeba: Es un organismo microscópico que se encuentra generalmente en aguas dulces; su forma cambia continuamente por la formación de seudópodos para la locomoción y captura del alimento. Su reproducción es por fisión binaria y en condiciones adversas forma quistes.

m

Aparato bucal: Conjunto de organoides ciliares compuestos cuyas bases están asociadas al área oral, especialmente con la cavidad bucal; incluye a las membrana (s) paraoral (es) y las membranelas. Su principal función es la toma del alimento aunque en ocasiones puede ayudar a la locomoción.

m

Apocinetal: Tipo de estomatogénesis en ciliados, en los cuales el cinetosoma no aparenta asociación con otras cinetias somáticas del aparto oral parental.

m

Argentófilos: Afines a la plata.

m

Bucocinetal: Tipo de estomatogénesis en ciliados, en los cuales los campos de cinetosomas involucrados tienen aparentemente un origen en la base de los organelos del aparto bucal parental.

m

Ciliados: Phylum más organizado de protozoos que presentan cilios para la locomoción, vacuolas contráctiles y boca. La mayoría presenta dos núcleos, el macronúcleo que controla el metabolismo y el micronúcleo que controla la reproducción sexual.

m

Cilio: Apéndice en forma de látigo que presentan algunas células usado para la locomoción o el movimiento del líquido que rodea a la célula. Estructuralmente son idénticos a los flagelos pero más cortos (2 –10 µm de largo por 0.5 µm de diámetro) y organizados en grupos.

m

Cinetia: Hilera de cilios somáticos, cinetosomas y organelos corticales asociados, orientados en la mayoría de los casos longitudinalmente.

109

m

Citoprocto: Ano de la célula, en ciliados, en la parte posterior y al final del cuerpo, sinónimo de citopigio.

m

Citostoma: Boca de la célula, o abertura oral, puede ser simple o dimensional, se presenta en todos los ciliados.

m

Cirros: Tipo de ciliatura somática compuesta, formada por un conjunto de cilios, los cuales funcionan como unidad, sin ninguna membrana envolvente adicional. Es un organelo locomotor y ocasionalmente algunos ayudan en la captura del alimento; aparecen el los ciliados hipotricos.

m

Citofaringe: Pasaje tubular citoplasmático, que puede ser de diferente longitud, interno y adyacente al citostoma.

m

Eucariótico: Termino referente a las células con núcleo y otros organelos rodeados por membranas, como ocurre en las plantas, animales, hongos y protozoos.

m

Extrusoma: Un tipo de organelo, cuyo contenido puede ser extruido o expulsado para protección o para matar a las presas.

m

Infraciliatura: Conjunto de todos los cinetosomas y estructuras microtubulares asociadas, localizadas subpelicularmente; incluyen la somática y oral.

m

Infundibulo: prolongación en forma de embudo, como la región ciliada del oviducto

m

Mastax: Parte del sistema digestivo de los rotíferos, estructura ubicada entre la boca.

m

Membranela: Organelo ciliar compuesto formado por varios cilios ordenados en hileras, dando la apariencia de una plaquita (al conjunto de membranelas se les denomina zona adoral de membranelas, ZAM) que se localiza al lado izquierdo de la cavidad bucal. La ZAM ayuda a la obtención del alimento y en la locomoción.

m

Organelo: Estructura encontrada en las células eucarióticas.

m

Quiste: Estado diferencial en el cual el cuerpo es encerrado dentro de una lórica extracelular, el cual exhibe una pequeña actividad. Empleado solo por algunas especies. Es utilizado para incrementar las oportunidades de supervivencia en condiciones desfavorables.

110

m

Pseudopódo o seudópodo: Extensión de la superficie celular, usado para la locomoción y la alimentación. Pueden ser soportados internamente (actinopódos) o no (rizopodos); pueden ser filosos o lobosos pueden o no presentar extrusomas y pueden ser uno o muchos.

m

Telotroca: Estadio móvil migratorio, en el ciclo de vida de los peritricos sésiles.

m

Toxicisto: Extrusoma delgado, tubular rico en fosfatasa ácida localizado subpelicularmente en microorganismos depredadores y carnívoros, se concentran en gran número en el extremo apical del organismo en el área ora; cundo son expulsados penetran, inmovilizan y comienzan la citólisis de la presa con la cual ha hecho contacto.

m

Trococisto: Extrusoma fusiforme, no tóxico, proteico, localizado subpelicularmente en casi todo el cuerpo en numerosos ciliados.

m

Trofonte: Estado del ciclo de vida de un organismo durante el cual se alimenta.

m

Zooide: Individuo que forma parte de un cuerpo con organización colonial y cuya estructura es variable.

111



Atlas de Ciliados y otros Microorganismos frecuentes en Sistemas de Tratamiento aerobio de Aguas Residuales es un obra editada por la Facultad de Química. La edición y formación tipográfica se realizó en la Sección de Publicaciones, área adscrita al Departamento Editorial. El tiraje fue de 500 ejemplares y la impresión se hizo en los talleres de Tipos Futura, SA de CV con domicilio en Francisco González Bocanegra 47-B, Col. Ampliación Morelos, CP 06220, México, DF.



Diseño de interiores y portada: Lic. Leticia González González.



Publicación aprobada por el Comité Editorial de la FQ.



Diciembre de 2006.

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