JSPS/NUS Joint Seminar on Analytical Chemistry : proceedings ; Singapore, 21 - 23 March 1988 9789814434508 9814434507

Citation preview

PROCEEDINGS 

JSPS/NUS  JOINT  SEMINAR  ON  ANALYTICAL  CHEMISTRY 

This page is intentionally left blank

PROCEEDINGS zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZY

JSPS/NUS  JOINT  SEMINAR  ON  ANALYTICAL  CHEMISTRY  Singapore 

21­23 March 1988 

EDITOR: S B KHOO  Department of Chemistry  National University of Singapore 

JSPS:  JAPAN  SOCIETY  FOR THE  PROMOTION  OF  SCIENCE  NUS:  NATIONAL  UNIVERSITY  OF  SINGAPORE  zyxwvutsrqponm

\v> 

World  Scientific  zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXW Singapore • New Jersey • London  • Hong Kong

Published by zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFEDCBA

World Scientific  Publishing Co. Pte. Ltd.  P O Box  128, Fairer Road, Singapore 9128  zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJI USA office:  687 Hartwell Street, Teaneck, NJ 07666  UK office:  73 Lynton Mead, Totteridge, London N20 8DH zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVU

JSPS/NUS  JOINT  SEMINAR  ON  ANALYTICAL  CHEMISTRY  Copyright © 1990 by World Scientific Publishing Co. Pte. Ltd.  All rights reserved. This book, or parts thereof, may not be reproduced in any form or by any means, electronic or mechanical, including photocopying, recording or any information storage and retrieval system now known or to be invented, without written permission from the Publisher. ISBN  981­02­0017­X 

Printed in Singapore by JBW Printers and Binders Pte. Ltd. 

V 

JSPS/NUS  JOINT  SEMINAR  ON 

ANALYTICAL  CHEMISTRY  zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTS 21  ­  23  MARCH  1988  DEPARTMENT  OF  CHEMISTRY  NATIONAL  UNIVERSITY  OF  SINGAPORE  ORGANIZED  BY 

JAPAN 

SINGAPORE  Organizing  Committee: 

Dr  Yoshio  Umezawa 

Dr  H  Gunasingham  (Chairman) 

Professor  of  Chemistry 

Dr  S  B  Khoo 

Hokkaido  U n i v e r s i t y 

Dr  E  T  Kang 

S a p p o r o ,  J a p a n 

Dr  P  W  Chow  Dr  H  K  Lee  Dr  B  T  T a y  ( S e c r e t a r y )  Dr  S  G  Ang  ( T r e a s u r e r )  Dr  G  K  Chuah  (all  from  t h e  National  U n i v e r s i t y  of  Singapore) 

This page is intentionally left blank

\

vii  Foreword  by  Associate  Professor  Sim  Keng  Yeow  Acting  Head,  Department  of  Chemistry  National  University  of  Singapore 

The  holding  of  the  JSPS­NUS  Seminar  on  Analytical  Chemistry  on  21­23  March  1988  at  the  NUS  marks  another  important  milestone  in  the  JSPS­NUS  Scientific  Co­operation  Programme.  This  is  the  second  of  the  on­going  series  of  chemistry  seminars  to  be  jointly  organised  by  Japanese  and  Singaporean  chemists,  the  first  of  which  on  Physical  Organic  Chemistry  was  held  in  Tokyo  from  29  August  to  1  September  1986.  Analytical  chemistry  has  always  been  the  bridge  linking  the  three  other  traditional  areas  of  chemistry.  It  is  also  the  field  of  chemistry  which  has  the  largest  number  of  practitioners  and  the  history  of  the  practice  of  analytical  chemistry  in  Singapore,  which  precedes  educational  and  research  activities  in  any  other  field  of  chemistry,  can  be  traced  to  as  far  back  as  1885.  Since  the  early  1980s  the  government,  in  its  efforts  to  upgrade  and  restructure  economic  activities,  has  encouraged  the  fostering  of  a  strong  R & D  culture.  With  increased  support  from  funding  agencies,  research  activities  in  analytical  chemistry  have  expanded  tremendously  during  the  past  decade.  It  is  therefore  appropriate  and  significant  that  the  second  seminar  of  this  series,  and  the  first  to  be  held  here,  should  focus  on  the  analytical  field.  It  serves  as  a  timely  boost  for  our  analytical  chemists  from  NUS  and  other  organisations  to  interact  and  learn  from  our  Japanese  counterparts.  Such  seminars  which  allow  more  chemists  from  our  two  countries  to  interact  and  which  could  lead  to  more  collaborative  work  are  most  welcome  and  are  to  be  encouraged.  The  organisers  are  to  be  congratulated  for  having  arranged  a  splendid  broad  spectrum  programme  to  cater  for  the  interest  of  most  participants.  The  success  of  holding  a  Seminar  of  this  nature  is  due  to  many. 

VIII 

I  would  like  to  acknowledge  the  generous  financial  support  from  the  JSPS,  the  LEE  Foundation  and  several  instrument  companies  in  Singapore  and  the  hard  work  put  in  by  all  members  of  the  local  organising  committee  as  well  as  Professor  Y  Umezawa.  The  publication  of  the  Proceedings  of  the  Seminar  is  a  testimony  of  their  dedication  and  tireless  efforts. 

ix  CONTENTS zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFEDCBA

Monday, 21 March 1988 

Amperometric  sensors based on biocatalyst  electrodes  zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSR 1  Mitsugi Senda*, Tokuji Ikeda and Toshiyuki Osakai Retention  prediction of substituted  phenols in reversed­phase HPLC  S.F.Y. Li*andH.K. Lee Ultratrace metal analysis in sea water by inductively coupled plasma  atomic emission  spectrometry  Hiroki Haraguchi* and Tasuku Akagi

19 

35 

Liquid membrane as a separation tool — A review  M.S. Uddin

49 

Nondestructive  spectrochemical analysis  Yohichi Gohshi

60 

Analysis of diatomic photoelectron  spectra  S.Y.Lee

61 

Nonionic surfactant  in solvent extraction of metal chelates  H. Watanabe*, T. Saitoh, Y. Kimuraand T. Kamidate

70 

The application of infra­red  spectroscopy and optical microscopy  in the failure  analysis of plastics  K.Y.Ng Trace iron in wallpaper and other building materials  H.W.K.Ong

79  89 

Tuesday, 22 March 1988  Ion channel sensors  Yoshio Umezawa*andMasao Sugawara

95 

PIXE in analytical chemistry  K.F. Mok and S.M. Tang

110 

Some applications of synergistic extraction  to analytical chemistry  Hideo A kaiwa * and Hiroshi Kawamoto

119 

X zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFEDCBA

FPLC analysis of fetal calf serum  W.K. Teo, K.C Loh*, W.K. Neo and G.S. Yap

130 

Potentiometric detection in flow analysis  N. Ishibashi* and T. Imato

150 

X­ray photoelectron spectroscopy and thermogravimetry of  electroconducting polymers  H.S.O. Chan*andM.Y.B. Teo

169 

Some new aspects of ion­selective electrodes in  nonaqueous solutions  184   * and T. Nakamura K. hutsuzyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFEDCBA Quantitative determination of organic volatiles of fresh orange  fruit juice by headspace capillary gas chromatography  O.L. Lum *, M.K. Wong and C.K. Lee

199 

Mole sensitivity and its periodicity in  graphite­furnace  atomic ­ absorption  spectrometry  E. Iwamoto*and T. Kumamaru

209 

Cybernetics and analytical chemistry  H. Gunasingham*andM.L. Wong Thermal decomposition of  1­nitropropane and N­propyl nitrite  — analysis of products by photoelectron spectroscopy  W.S. Chin *, C Y. Mok and H.H. Huang Catalytic­kinetic methods of analysis for traces of elements  T. Kawashima* and S. Nakano

215 

219  234 

Wednesday, 23 March 1988  Deterioration of paint due to alkali in cement  H.W.K. Ong*andS.C Lee

255 

A new type of photo­excitable ion and enzyme sensors  Tetsuo Osa* and Jun-ichi Anzai

268 

Glass transition  temperature determined by dynamic thermal  mechanical methods  Wayne W.Y. Lou

275 

zyxwvutsrqpo

XI 

Surface reaction studies by pulsed field desorption mass  spectrometry  G.K. Chuah

284 

Utilization of platinum thin ring electrodes as HPLC detector  and in anodic stripping voltammetry  S.B. Khoo*andB.T. Tay

298 

Microfabrication of biosensor  Eiichi Tamiya and Isao Karube Fast atom bombardment mass spectrometric studies on the  in vivo phosphorylation state of rabbit skeletal muscle  glycogen synthase  S.G. Ang

318 

328 

This page is intentionally left blank

xiii zyxwvutsrqp

Introductory  Remarks  by  Yoshio  Umezawa  Professor  of  Chemistry  Hokkaido  University,  Sapporo,  Japan 

The  present  proceedings  are  the  concrete  output  of  the  Japan­Singapore  bilateral  seminar  on  Analytical  Chemistry  which  was  held  on  March  21  through  23,  1988  at  the  National  University  of  Singapore  (NUS).  At  this  occasion,  I  would  like  to  express  our  deep  gratitude  to  the  Japan  Society  for  the  Promotion  of  Science  for  the  generous  financial  support  for  this  seminar  and  for  the  expense  of  the  publication  of  this  proceedings.  The  planning  of  this  seminar  was  initiated  by  Prof.  Ang  Kok  Peng  of  the  National  University  of  Singapore  and  Prof  Michinori  Oki  of  the  University  of  Tokyo.  The  discussion  was  continued  until  they  reached  the  conclusion  that  the  location  is  in  Singapore,  and  the  topic  is  on  analytical  chemistry.  At  that  stage,  Prof.  Oki,  the  University  of  Tokyo,  asked  me  to  organize  the  seminar  from  the  Japanese  side.  The  remaining  problem  for  us  was  when  to  hold  the  seminar.  Prof.  Ang  proposed  mid  December,  1987  for  the  time  of  the  seminar,  which  did  not  meet  with  the  convenience  of  the  Japanese  side.  After  some  more  correspondence  between  Prof.  Ang  and  myself,  we  finally  picked  up  March  21,  and  22  as  the  time  of  the  seminar.  Meantime,  the  business  for  organizing  the  seminar  from  the  Singapore  side  was  taken  over  by  Dr.  Hari  Gunasingham  owing  to  the  retirement  of  Prof.  Ang  from  the  University.  After  all,  24  leading  analytical  chemists  from  Japan  and  Singapore  have  agreed  to  participate  in  this  JSPS­NUS  Seminar  on  analytical  chemistry.  We  discussed  the  state  of  the  art  progress  and  future  directions  of  Analytical  Chemistry.  The  organizers  of  this  seminar,  Dr  Gunasingham  and  myself  have 

xiv  tried  to  cover  broad  spectra  of  this  discipline,  such  as  electrochemical  analysis,  spectrochemical  analysis,  separation  science,  bioanalysis  and  environmental  analysis.  Specialists  from  both  countries  were  requested  to  give  25  minute  talk  each  on  their  own  topics,  which  was  followed  by  sufficient  discussions.  The  discussions  were  focused  on  the  general  access  of  information  for  the  state  of  the  art  concept  and  technology  for  new  analytical  methodologies.  Also,  future  directions  of  analytical  science  were  discussed.  By  doing  so,  various  research  trend  of  analytical  chemistry  in  both  countries  were  realized,  which  will  be  beneficial  for  researchers  of  both  countries  to  promote  Joint  projects  and  mutual  exchanges  on  bilateral  basis.  The  seminar  was  initially  planned  to  be  held  for  two  days,  but  it  was  extended  to  another  half  day  until  March  23.  Observers  of  about  30  were  also  present  from  other  tertiary  institutions  such  as  Singapore  Polytechnic,  Nanyang  Technological  Institutions;  Singapore  Institute  of  Standards  and  Industrial  Research,  Department  of  Scientific  Services  and  Industries.  Finally,  on  behalf  of  all  the  participants  from  Japan,  I  would  like  to  express  our  hearty  thanks  to  the  National  University  of  Singapore  for  hosting  this  bilateral  seminar.  Also,  the  great  effort  and  precise  arrangement  made  by  the  organizer  of  the  seminar,  particularly  Dr.  Hari  Gunasingham  and  other  faculty  members  of  the  Chemistry  Department  are  highly  appreciated. 

xv 

ACKNOWLEDGEMENTS zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFEDCBA

This  Seminar  is  sponsored  by:  (1)  (2)  (3)  (4)  (5)  (6) 

Japan  Society  for  the  Promotion  of  Science  Lee  Foundation  Wenard  Instrumentation  (S)  Pte  Ltd  Rank  O'Connor's  Schmidt  Scientific  (Pte)  Ltd  Hewlett  Packard  Singapore  Pte  Ltd 

Madam  Hee  Wai  Lan,  Madam  Toh  Soh  Lian,  Madam  Leng  Lee  Eng,  Madam  Irene  Teo  and  Mr  Philip  Chua  have  given  invaluable  assistance  in  proof­reading  the  retyped  manuscripts.  Also,  on  behalf  of  the  Organizers,  I  would  like  to  thank  everybody  who,  in  one  way  or  another,  has  helped  to  make  this  Seminar  a  success. 

Editor 

This page is intentionally left blank

1 zyxwvutsrqp

AMPEROMETRIC  SENSORS  BASED  ON  BIOCATALYST  ELECTRODES  zyxwvutsrqponm Mitsugi  Senda*,  Tokuji  Ikeda  (Department  of  Agricultural  Chemistry,  Kyoto  University,  Kyoto  606),  and  Toshiyuki  Osakai  (Department  of  Chemistry,  College  of  Liberal  Arts,  Kobe  University,  Kobe  657) 

Abstract  Amperometric  sensors  based  on  the  biocatalyst  electrode  (that  is,  the  redox  enzyme­modified  electrode  where  the  electrode  functions  as  an  electron  acceptor  (for  oxidation  of  substrate)  or  donor  (for  reduction)  of  redox  reaction  catalyzed  by  the  enzyme)  has  high  capabilities.  A  variety  of  dehydrogenases  as  well  as  oxidases  can  be  used  as  biocatalyst.  Presence  of  an  electron  transfer  mediator  between  the  electrode  and  the  redox  center  of  activer  enzyme  is  useful  to  accelerate  the  bioelectrocatalysis  at  the  electrode.  Two  types  of  biocatalyst  electrode  with  entrapped  mediator  were  designed.  Glucose  oxidase,  gluconate  dehydrogenase,  alcohol  dehydrogenase  (NAD),  and  diaphorase  plus  dehydrogenase  (alcohol,  lactate  etc)  electrode  sensors  were  studied.  Also,  sensors  based  on  the  amperomeric  (or  voltammetric)  ion­selective  electrode  were  designed.  An  amperometric  urea  sensor  based  on  enzyme­immobilized  ammonium  ion­selective  electrode  was  constructed  and  examined.  In  the  last  decade  considerable  progress  has  been  made  in  the  studies  on  the  redox  enzyme­modified  electrodes,  in  which  the  electrode  functions  as  an  electron  acceptor  or  donor  of  redox  reaction  catalyzed  by  the  enzyme,  usually  immobilized  on  electrode  surface.  Enzyme­modified  electrodes  of  this  kind  are  characterized  by  its  bioelectrocatalysis  nature  ­  electrode  process  conjugated  with 

2 zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFEDCBA biocatalysis  ­  and  hence  appear  to  be  very  promising  for  such  novel  applications  as  sensors,  reactors,  and  fuel  cells  (for  reviews  see  [1­3]).  These  enzyme­modified  electrodes  may  be  called  briefly  the  enzyme  electrode  or  in  more  general  terms  the  biocatalyst  electrode.  Of  primary  importance  in  the  biocatalyst  electrodes  is  the  problem  of  the  electron  transfer  between  the  electrode  and  the  redox  center  of  active  enzyme.  There  are  two  modes  of  the  electron  transfer;  direct  transfer  and  indirect  transfer  through  mediating  redox  couple,  the  mediator.  Most  of  the  known  bioelectrocatalytic  systems  involve  the  electron  transfer  through  mediator.  In  this  paper  we  discuss  the  designs  and  characteristics  of  the  biocatalyst  electrodes  (with  entrapped  mediator)  and  their  applications  to  amperometric  sensors.  The  problem  of  the  direct  electron  transfer  between  the  electrode  and  the  enzyme  will  be  discussed  briefly.  Also,  amperometric  sensors  based  on  enzyme­  modified  ion­selective  electrodes  will  be  discussed.  ^t.  Electrode  Process  at  Biocatalyst  Electrodes  Figure  1(A)  shows  a  scheme  of  the  enzyme  electrode  or  the  biocatalyst  electrode  where  the  electrode  functions  as  an  electron  acceptor  of  redox  enzyme  immobilized  on  the  electrode  surface,  E  /  E  .,  for  oxidation  of  a  substrate,  S,  to  a  product,  P.  In  most  of  the  enzyme­immobilized  electrodes,  however,  it  has  been  shown  experimentally  that  the  direct  electron  transfer  between  the  electrode  and  the  enzyme  (the  redox  center  of  active  enzyme)  is  not  easy  or  hardly  possible  to  take  place  rapidly.  Then  the  presence  of  an  electron  transfer  mediator,  M^VII  .,  which  acts  as  an  electron  ox  red  shuttle  to  provide  redox  coupling  between  the  electrode  and  the  redox  center  of  active  enzyme,  as  shown  schematically  in  Figure  1(B),  is  useful  to  accelerate  the  electron  transfer  at  the  electrode.  2.  Glucose  Oxidase  Electrode  with  Entrapped  Mediator  Let  us  take  glucose  oxidase  (GOD)  as  the  representative  enzyme­

3 zyxwvutsrqp

to  design  the  biocatalyst  electrode  with  mediator.  For  this  enzyme  a  variety  of  redox  couples  such  as  benzoquinones  (BQ/BQH 0 ),  naphthoquinones  (NQ/NQBL),  ferricinium  ions  (Fee  /Fee)  as  well  as  oxygen  ( 0 2 / H 2 0 2 )  are  known  to  work  satisfactorily  as  an  mediator[3]).  Usually  the  mediator  is  added  into  the  analyte  solution.  However,  it  is  desirable  to  immobilize  or  entrap  not  only  the  enzyme  but  also  the  mediator  in  the  immobilized­enzyme  layer,  referred  to  as  the  enzyme  layer  ( e . l )  in  the  following,  attached  on  the  electrode  surface,  so  that  we  can  use  the  biocatalyst  electrode  without  addition  of  external  mediator  into  solution.  For  this  purpose  two  types  of  enzyme­modified  electrode  were  designed. 

Figure  1 

Biocatalyst  electrodes.  (A)  Direct  electron  transfer  and  (B)  mediated  electron  transfer  between  the  electrode  and  the  enzyme. 

Film­coated  Glucose  Oxidase­immobilized  Mediator­mixed  Carbon  Paste  Electrodes  (Film­coated  GOD­M­CPE):  p­Benzo­quinone  (BQ),  a  mediator,  was  mixed  with  graphite  powder  and  paraffin  liquid  to  prepare  a  benzoquinone­mixed  carbon  paste  electrode  (BQ­CPE)  and  glucose  oxidase  was  immobilized  on  the  electrode  surface  by  coating  the  e . l .  with  a  nitrocellulose  film  or  a  dialysis  membrane,  referred  to  as  the  semipermeable  membrane  (s.m.)  in  the  following.  This  film­coated  GOD­BQ­CPE  [4,5]  worked  satisfactorily  as  a  biocatalyst  (GOD)  electrode  to  oxidize  catalytically  D­glucose  in  solution  without 

4 zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFEDCBA addition  of  external  mediator;  BQ  molecules  in  the  BQ­CPE  dissolves  into  the  e . l . ,  participating  there  in  mediating  the  electron  transfer  between  the  electrode  and  the  enzyme.  BQ  is  supplied  to  the  e.l.  from  essentially  infinite  BQ  reservoir  of  the  BQ­CPE  to  make  up  the  loss  due  to  the  small  leakage  of  BQ  through  the  s.m.  and  the  concentration  of  BQ  in  the  e . l . ,  C B Q >  reaches  a  steady­state  value  which  should  be  determined  by  the  concentration  of  BQ  in  the  BQ­CPE,  ntgQt  and  the  permeability  of  the  s.m.  to  BQ.  Experimental  results  showed  that  the  steady­state  C R O  increased  with  increasing  m BO  a n d  t h a t  t h e  c a t a t y t i c  current,  measured  at  +0.5V  v s .  SCE  (that  is,  in  the  limiting  current  range),  increased  with  increasing  m RQ  but  approached  a  saturation  value  for  m B Q  larger  than,  e.g.  20%(w/w)  for  a  particular  film­coated  GOD­BQ­CPE,  in  agreement  with  eqs.l  and  2  below.  Dependence  of  the  limiting  current  on  the  concentration  of  D­glucose,  C  .  ,  in  solution  was  also  proved  to  follow  eqs.2  with  3  below.  Film­coated  Glucose  Oxidase­immobilized  Porous  (Metal  Gauze)  Electrodes  with  Mediator  Reservoir  (Film­coated  GOD­MGE­M):  Glucose  oxidase  was  immobilized  on  one  face  of  a  gold  gauze  electrode,  p­benzoquinone­mixed  paste,  a  mediator  reservoir,  was  attached  to  the  other  face  of  the  electrode,  and  the  surface  of  the  e . l .  toward  the  solution  was  covered  with  a  polymer  film.  Also,  the  mediator  reservoir  was  replaced  by  air(0«)  with  a  hydrophobic,  oxygen­ permeable  film  attached  to  the  other  face  of  the  platinum  gauze  electrode.  These  film­coated  GOD­AuGE­BQ  and  GOD­PtGE­air(0 2 )[5])  were  proved  to  work  satisfactorily  as  a  biocatalyst  electrode  to  catalytically  oxidize  D­glucose  in  solution  without  addition  of  external  mediator  or  in  the  absence  of  oxygen  in  solution,  indicating  that  the  mediator  was  supplied  from  the  reservoir(BQ)  or  air(0 2 )  to  the  e . l .  through  the  pores  of  the  gauze  electrode.  Experimental  results  obtained  with  these  electrodes  were  well  explained  by  the  theoretical  equations  below.  The  catalytic  current  at  a  film­coated  GOD­PtGE­air(02)  increased  by  replacing  air  by  oxygen  gas,  indicating  that  the  enzymatic  reaction  does  not  yet  reach  the 

5 zyxwvutsrqp

saturation  value  with  respect  to  the  oxygen  concentration  in  the  e . l .  under  the  usual  experimental  condition.  Theory  of  Limiting  Current:  The  scheme  of  electrode  process  at  a  film­coated  GOD­modified  electrode  with  an  entrapped  mediator  is  illustrated  in  Figure  2.  The  substrate  S,  product  P,  oxidized  mediator  R f .  reduced  mediator  M  ,  are  transferred  in  the  e . l .  by  diffusion  ox  red  •*  accompanied  with  enzyme  reaction.  M  ,  is  converted  to  M  by  releasing  n  electrons  at  the  electrode  surface,  giving  the  current  as  a  function  of  the  potential  applied  to  the  electrode,  whereas  S  is  supplied  to  and  P  is  removed  out  of  the  e . l .  zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWV

0)

O  to e" 

x=0 

x=l 

Figure  2  Scheme  of  the  electrode  process 

by  diffusion  through  the  s.m.(coating  film).  It  can  be  shown  [5­8]  that  the  limiting  current  I­  is  expressed  by  zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQ

h = W 

?/

  < * +  < K l ? / 1 C s >  +  < K 2  V * C M> > 

(1) 

where  I  f  is  the  apparent  maximum  current  which  corresponds  to  max  the  maximum  enzyme  reaction  rate  in  the  e . l .  (and  is  dependent  on  the  concentration  of  immobilized  enzyme  in  the  e . l . , [ E ] ,  the  thickness  of  the  e . l . ,  1,  the  apparent  maximum  enzyme  reaction  rate  constant,  k  ',  and  the  surface  area  of  electrode,  A; ImAJ=nFME]lk J),  *V 

6 zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFEDCBA and  K2f  the  apparent  Michaelis  constants  for  S  and  M  /respectively,  (here  the  "apparent"  means  "corrected  for  concentration  polarization  due  to  diffusion  in  the  e . l . " ) ,  C_  the  concentration  of  S  in  the  e . l .  s  at  x  =  1,  and  *C M  the  total  (that  is,  MQx  +  M r e d )  concentration  of  mediator.  At  sufficiently  large  value  of  the  mediator  concentration,  K< l$  w e  n a v e  that  is,  (K2t/f*CM^zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFEDCBA

h -  W

V  +  < K l' / l c 3>  >  ^ 

 

Usually  the  e . l .  is  covered  by  the  s.m.,  so  that  I r  =  nFA  P m  (  m C s  ­  ( \ 

/b)  ) 

(3) 

where  P  is  the  permeability  of  the  s.m.  (coating  film)  to  S,  m C  the  concentration  of  S  in  solution  just  outside  the  s.m.,  b  the  distribution  coefficient  of  S  between  the  e . l .  and  the  solution.  3.  Amperometric  Sensors  Based  on  Biocatalyst  Electrodes  Electrochemical  analytical  methodology  comprises  two  methods;  (a)  the  current­measuring  method  (amperometry,  including  most  of  voltammetric  methods ^ in  this  definition)  and  (b)  the  potential­ measuring  method  (potentiometry).  Therefore,  theoretically  there  are  two  types  of  sensors  based  on  the  biocatalyst  electrodes,  that  is,  amperometric  (or  voltammetric)  sensors  and  potentiometric  sensors.  Here  we  shall  discuss  the  amperometric  sensors  based  on  the  biocatalyst  electrodes  (with  mediator).  Let  us  take  again  the  GOD  electrode  with  mediator  as  the  representative  biocatalyst  electrode  and  discuss  some  important  factors  which  determine  the  characteristics  of  the  amperometric  sensors  based  on  biocatalyst  electrodes.  Calibration  Curves:  When  the  concentration  of  mediator  entrapped  in  the  e . l .  is  so  large  that  K 2 ^* C M   Kj)  and  (b)  the  diffusion  in  the  s.m.  (eq.3),  and  when  P  is  very  small,  for  example,  (k  ^[EJlb/Kj'P  )  »  1,  the  equation  of  I­  is  reduced  to 

h -  n F A V c s 

 

that  is,  the  current  is  controlled  solely  by  the  permeability  of  the  s.m  to  analyte.  Representative  calibration  curves  that  were  obtained  with  three  different  film­coated  GOD­BQ­CPE's  are  shown  in  Fig.  3[5,7].  These  results  indicate  that  the  film­coated  glucose  oxidase  electrodes  can  be  designed  to  make  glucose  sensors  for  use  at  from  low  to  high  concentration  range  by  the  choice  of  P  ,  K  . f [E]l,  and  K /  (and  K 2 7*C M  if  necessary).  Designing  a  glucose  sensor  capable  of  monitoring  the  glucose  level  in  blood  directly  (without  dilution)  is  feasible.  Choice  of  the  coating  film  (the  s.m.)  is  important  in  designing  film­coated  enzyme  electrode  sensors.  It  not  only  concerns  with  immobilization  or  entrapping  of  enzyme  (and  mediator)  but  also  protects  the  enzyme  from  undesirable  contaminations.  It  must  be  permeable  for  the  substrate  (and  product)  but  is  preferably  as  not­permeable  as  possible  for  the  mediator.  When  P  is  so  small  that 

8 zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFEDCBA

eq.4  is  valid,  the  response  of  the  enzyme  electrode  sensor  becomes  very  stable,  controlled  only  by  diffusion  across  the  s.m.  and  independent  of  the  immobilized­enzyme  reaction  (the  reaction  rate  parameters,  pH,  the  life  time  e t c . ) ,  though  in  the  cost  of  decreased  sensitivity  (the  decreased  slope  of  calibration  curve)  and  prolonged  response  time  (see  below). 

fflm­Coattd  GODOSOpfl)­ j * * \ B0(30%)­CPri zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIH

ISO 

1  50 

^

/

S

te£ 

50  I00  Cgfc/mmol dm"* 

»50 

Figure  3.  Dependence  of  the  limiting  current  obtained  with  three  different  film­coated  GOD­BQ­CPE's  on  the  concentration  of  D­glucose  in  0.2  M acetate  buffer(pH  5.0);  A,  nitrocellulose  film  of  5Qum;  B  and  C,  dialysis  membrane  of  50  and  10(Jum  thickness,  respectively.  The  current  was  measured  at  0.5V  v s .  SCE  at  25°C.  Response  Time:  The  response  time  of  film­coated  enzyme  electrodes  is  determined  by  (a)  diffusion­enzyme  reaction  process  of  substrate  and  mediator  in  the  e . l .  and  (b)  diffusion  process  of  substrate  in  the  s . m . [ 7 ] .  In  most  of  the  electrodes  the  thickness  of  the  e . l .  is  much  smaller  than  the  thickness  of  the  s.m.,  1  ;  then  the  respose  time  is  practically  determined  by  the  diffusion  process  in  the  s.m.; 

9  t«  n,  =  4 l m 2 /7T 2 D c !  m  s.m.  m  s.m. 

(5) 

where  D  is  the  diffusion  coefficient  of  substrate  in  the  s.m.  s.m.  Enhanced  Sensitivity:  Sensitivity  of  enzyme  electrode  sensors  can  greatly  be  enhanced  by  substrate  amplification;  the  substrate  of  the  first  enzyme  is  regenerated  by  the  second  enzyme  (for  review,  see  ref.  [9]).  Wasa  et  al.[10]  have  designed  a  D­glucose­6­P  dehydrogenase  (G6PDH)  and  diaphorase(DIAPH)  co­ immobilized  platinum  electrode,  which  has  exhibited  very  high  sensitivity  to  detect  NAD+  (and  NADH)  in  the  presence  of  hexacyanoferrric  ion  and  D­glucose­6­P,  a  reductant  for  chemical  amplification.  Miki  et  a l . f l l ]  have  successfully  constructed  a  very  sensitive  (down  to  nM  order)  NAD+  (and  NADH)  sensor  based  on  a  G6PDH­DIAPH­co­immobilized  Vitamin  K«­mixed  CPE  in  the  presence  of  D­glucose­6­P  (see  below).  Gleria  et  al.  [12]  have  developed  an  amperometric  immunoelectrode  based  on  a  GOD  electrode  with  a  ferrocene­drug  complex  as  mediator.  The  principle  of  the  assay  is:  binding  of  the  ferrocene­drug  complex  by  antibody  inhibits  its  ability  to  act  as  a  mediator  in  the  GOD  electrode,  and  thus  the  catalytic  current  is  greatly  reduced.  This  can  be  reversed  by  adding  a  nonlabeled  drug  (that  is,  analyte)  that  competes  for  the  available  antibody  binding  sites.  Effect  of  Oxygen:  Biocatalyst  electrodes  with  entrapped  mediator  does  not  need  oxygen  as  reagent  (or  external  mediator)  to  produce  the  current  response.  This  is  in  contrast  to,  for  example,  conventional  D­glucose  sensors  now  available  in  market,  which  are  mostly  based  on  oxidase­ immobilized  oxygen  or  hydrogenperoxide  electrode.  When  ( K 2 r /* C M)   

(1.3) 

where  | y , >  is  the  initial  vibrational  wavefunction  with  energy  E,  on  the  ground  electronic  potential  energy  surface,  andJLIf,  is  the,  possibly  coordinate  dependent,  electronic  transition  dipole  moment.  Finally,  the  Fourier  transform  energy  E  =  hto  +  E,,  and  the  time  dependent  wavepacket  is  given  by  | ^ ( t »  = e ­ i M t / ^ >  , 

(1.4) 

where  M  is  the  excited  state  Hamiltonian  for  nuclear  motion.  The  overlap  of  the  evolved  state  with  the  initial  state  is  the  autocorrelation  function.  C(t)  £ < f | ^ ( t ) >  . 

(1.5) 

According  to  eq.  (1.2),  the  Fourier  transform  of  the  autocorrelation  function  leads  to  the  total  cross  section.  Conversely,  if  the  cross  section  is  measured,  the  inverse  Fourier  transform  of  eq.  (1.2)  yields  the  autocorrelation  function 

63 zyxwvutsrqp

(  dE  e~ i E t / "zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIH 2.  (U)  )  .  (1.6) 

C(t)  = 

The  evolved  state  | 0 ( t ) >  samples  the  excited  state  potential  energy  surface,  therefore  the  autocorrelation  function  would  contain  information  about  the  sampled  regions  of  the  surface,  as  well  as  yielding  the  dynamics  on  the  surface.  The  focus  of  this  paper  is  on  the  short  time  dynamics,  and  a  harmonic  method  that  uses  both  the  magnitude  and  the  phase  of  the  autocorrelation  function  is  proposed  to  determine  the  geometry  of  the  excited  state  surface.  Theory  We  consider  a  diatomic  molecule  of  reduced  mass  jLt  ,  with  harmonic  ground  and  excited  state  surfaces,  labelled  j  and  e  respectively.  Assuming  that  the  molecule  is  initially  in  the  ground  vibrational  state,  it  can  be  shown  [5]  that  the  harmonic  autocorrelation  function  can  be  expressed  in  terms  of  its  modulus  |C(T)(  and  phase  U)(T)  :  C(T)  =  |C(T)  f  exp{ilf(T)} 

, 

(2.1) 

where  r7-  «/*  c

l N 

=

  (1

 "

a

 

}

f 41/4 

(1  ­  2­TCOS4TTT  +­T)  , Al   x  exp  J  ­ o(;

[ 

+ T£  )(1  ­  COS2TTT)  I  v

'  i  zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXW

' 

1 ­  2fCos2irT  + ­f2 

J  , 

(2.2) 

and  ^p(T)  =  ­  ­j  tan ­ 1 f  f  Sin4irT  1  ­  f2  Cos4*tT 

^ ( 1  ­  f)  Sin2TT 

( 2  3 ) 

2 

i  ­  Zf  cos2tr  + f

64 zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFEDCBA

Here, 

T  = U/et/2ir  , 

(2.4) 

( 2 5 )  ­ I  (we/fa)g  +  1 }  •  •f  =  H/ W g  " 1 }zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGF

and 

ozyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFE to -  On  the  other  hand,  it  there  is  bond  e 

s 

shortening,  A o  6 

7 

Figure  5.  Structure  of  receptors  as  model  channels.  (1)  valinomycin,  (2)  bis[(benzo­15­crown­5)­4 f ­methyl]  pimelate,  (3)  bis[(12­crown­4)methyl]  methyldodecyl  malonate,  (4)  4,7­diphenyl­l,10­phenanthroline,  (5)  2 ­ (5 ­chloro­2­pyridylazo)­5­diethylaminophenol,  (6)  3­(2­pyridyl)­5,6­bis(4­sulfophenyl)­l,2,4­triazine.  These  results  show  that  the  channel  opening  for  permeation  of  marker  ions  is  due  to  the  receptor  which  selectively  interact  with  sodium  ions  and  that  the  information  transduction  into  the  change  in  the  membrane  permeability  is  quantitatively  made  by  increasing  concentration  of  sodium  ions.  Consequently,  the  sensor  has  its  potential  for  detection  of  electroinactive  sodium  ions  in  solutions.  The  degree  of  amplification  of  this  type  of  sensor  can  be  evaluated  in  the  similar  way  as  described  above  for  the  receptor­free  molecular 

103 zyxwvutsrqp

assembly,  where  the  maximum  number  of  active  sites  for  binding  sodium  ions  is  a  half  of  that  of  the  membrane  molecules  deposited,  because  in  the  present  case  the  1:1  molar  ratio  of  the  lipid  and  the  receptor  was  employed  for  the  LB  film  membrane.  The  degree  of  amplification  thus  obtained  for  some  receptor­incorporating  LB  membranes  based  ion­channel  sensors  are  given  in  Table  1.  /I 

0.8 

0  ­0.2 

E  (vs.  S C E ) /  V 

Figure  6,  Cyclic  voltammetric  detection  of  1  mM Fe(CN)  4­ 6  ions  as  the  marker  ion  with  (1)  an  uncoated  GC  and  (12),(3)  with  a  Na  ion  stimulated  ion­channel  sensor.  Concentration  of  a  stimulus  (NaCl)  :  (1)  2  mM,  (2)  0  mM,  (3)  2  mM.  Supporting  electrolyte:  10 mM  (CH 3 ) 4 NC1.  Figure  7.  Concentration  dependence  of  the  Na+  ion  stimulated  ion­channel  sensor  on  detection  of  1  mM Fe(CN)A 4­ (as  6  a  lithium  salt)  as  the  marker  ion  in  10 mM  (CH3)4NC1  solution.  (a)  AnzyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFEDCBA ion-channel  sensor  based  on  bis(12­crown­4)  incorporating  didodecyl  phosphate;  (b)  An  ion­channel  sensor  based  on  the  receptor­free  didodecyl  phosphate. 

104 zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFEDCBA 3. 

Lipid  Bilayer  Membranes 

3.1  Protein­pendant  Liposomes  and  Ion­selective  Electrodes  [10]. 

It  has  been  known  in  biochemistry  and  well  understood  recently  that  the  antigen/antibody/complement  reaction  triggers  thezyxwvutsrqponmlkjihg   formation  of  "channel­like"  holes  across  the  liposome  membrane.  This  phenomenon  is  not  exactly  the  one  what  is  called  "ion­channel"  in  the  biological  definition,  but  could  be  regarded  as  a  model  system  for  it.  The  immunological  sensitization  of  the  liposome  membrane  surface  can  be  made  by  different  two  methods:  (1)  incorporation  of  lipid  haptens  as  liposome  constitutes  and  (2)  chemical  binding  of  protein  antigens  on  the  surface  of  liposome  (Figure  8).  w antibody 

protein 

/  ^**^iiierabr«i* 'f  S — S  attack  complex 

© 

/  I  b) 

^ r \  ( £ ? 

\  ©  ©  Figure  8.  Immnological  sensitization  of  the  liposome  membrane  surface  by  different  two  methods,  (a)  Lipid  haptens  can  be  liposome  constituents  by  themselves;  (b)  Protein  antigens  are  chemically  bonded  on  the  membrane  surface.  Figure  9.  Schematic  diagram  for  the  formation  of  "channel­like"  holes  across  the  liposome  membrane.  The  immuno­ reaction  triggers  the  formation  of  the  holes  which  capable  entrapped  fluoride  anions  flow  through  the  hole. 

105 zyxwvutsrqp

The  formation  of  "channel­like"  holes  across  the  antigen­incorporating  or  ­pendant  liposome  membrane  enables  entrapped  marker  ions,  fluoride  ions  in  the  present  case,  flow  through  the  hole.  The  fluoride  ion  release  is  specific  for  the  antibody  in  the  presence  of  complement  and  monitored  by  means  of  thin­layer  potentiometry,  i.e.  a  combination  of  F  ion­selective  electrode  and  a  silver  chloride  coated  silver  plate  electrode.  Schematic  representation  of  the  formation  of  "channel­like"  holes  across  the  protein­pendant  liposomes  are  shown  in  Figure  9.  Human  IgG  antibody  was  attached  covalently  to  the  surface  of  liposomes.  (DTP­dipalmitoylphosphatidylethanolamine,  chloresterol  and  dimyristoylphaosphatidylcholine  in  the  molar  ration  of  0.06:  l : l ) b y  the  use  of  a  crosslinking  reagent  N­hydroxysuccinimidyl  3­(2­pyridyldithio)­  propionate.  By  the  use  of  this  IgG  pendant  liposomes,  the  antigen/antibody/complement  reaction  triggers  the  release  of  the  marker  F  ions  entrapped  in  the  interior  of  the  liposome  vescicles,  which  can  be  used  as  a  much  amplified  measure  of  the  concentration  of  IgG  antigen  at  given  amounts  of  complement  and  IgG  antigen  by  monitoring  the  marker  ions  with  a  thin­layer  potentiometry. 

Shown  in  Figure  10  is  the  dependence  of  the  extent  of  the  marker  ion  release  on  the  concentration  of  IgG  antibody  at  given  amounts  of  complement  and  IgG  antigen.  Using  Figure  10  as  a  calibration  curve,  one  can  determine  the  anti­human  IgG  antibody  ­3  ­1  level  of  2  x  10  through  2  x  10  mg/ml.  This  method  has  a  great  advantage  with  respect  to  the  signal  amplification.  Although  the  final  signal  output  is  obtained  as  the  released  marker  ion  concentration  of  about  10  M level,  the  ultimate  detection  limit  of  the  analyte  itself  is  by  far  lower  than  this,  e.g.  10  M  level  of  human  IgG.  This  concludes  that  the  built­in  amplification  factor  for  sensitivity  enhancement  of  the  present  approach  is  extremely  great  such  as  zyxwvutsrq n

10  ­fold  amplification.  Table  2  summarizes  the  amplification  factors,  defined  as,  amp.factor= (monitoring  ion  concentration)/(detection  limit  of  analyte)  for  several  different  immuno  systems  [10­13]. 

106 zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFEDCBA

30! 

20 zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFEDCBA

10 

10­1 

10­2 

10­3 

10­4 

JO­5 

Anti­IgG  antibody  concentration/mg  ml"1 

Figure  10.  Effect  of  anit­human  IgG  antibody  concentration  on  the  release  of  marker  ions  through  the  IgG  pendant  liposome  membranes  upon  complement  mediated  immunoreaction.  Complement,  100  times  dilution  with  GVB++;  incubation,  37°C  for  1  h .  2+ 

3 

Figure  11:  Effect  of  added  Cu  ion (10  M)  as  a  stimulus  on  the  release  of  F  ions  from  bathophenanthroline  incorporated  liposomes.  The  difference  in  amplification  factors  depending  upon  each  immuno  system  may  be  due  to  the  different  values  of  binding  constants  for  antigen/antibody  complexes.  3.3  Hydrophobic  Chelates  Incorporating  Liposomes  and  Metal  Ion  Stimulus  f!41  Not  only  immuno  systems,  but  also  similar  approach  can  be  made  with  inorganic  metal  complex  systems.  We  have  incorporated  into  the  liposome  membrane  some  hydrophobic  chelate(ligand)  compounds  as  model  receptors  towards  specific  metal  ions  as  stimuli.  With  a  specific  interaction  of  this  stimulus  with  the  model  receptor  in  the  lipid 

107 zyxwvutsrqpo bilayer  membrane,  membrane  permeability  to  some  appropriate  marker  ions  is  changed  probably  due  to  some  electrostatic  interactions.  Figure  11  shows  the  effect  of  added  Cu(II)  ion  as  a  stimulus  on  the  release  of  F 

ions  from  bathophenanthroline  incorporated  liposomes. 

As  clearly  seen  in  this  figure,  the  F  ion  release  is  triggered  b y  an  added  Cu(II)  ion  stimulus.  receptors, 

stimulus, 

Table  3  summarizes  the  kinds  of  model 

detection 

limit, 

amplification 

factors 

selectivity  data  with  the  above­mentioned  approach. 

Table  2 . 

Amplification  factors  examined  for  various  immuno  systems 

detection  analyte 

limit 

ganglioside 

10~ U M 

monitoring  a)  ion  ' 

TPA 

b) 

amplification  factor 

10' 

15

( 1 0 ~   mol)  human  IgG 

10" 10 M 

10* 

( 1 0 ~ 1 4  mol)  human  IgG 

10­ 1 0 M 

10" 

( 1 0 ' 1 4  mol)  £­DNP­cap­PE C 

10" 8  M 

TPA +

b ) 

10^ 

12

(10"   mol) 

­ 4 

+ 

a)  10  M;  b)  TPA  :  tetrapentylammonium  cation;  c )  £­ ( dinitrophenylaminocaproyl)  phsphatidylethanolamine 

and 

108 zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFEDCBA

Table  3:  Some/receptor/liposome/stimulus  systems  for  signal  transduction  and  amplification  receptor  stimulus*' 

detection  amplification  selectivityzyxwvutsrqponmlkjihgfe ' limit  factor  Co 2+  Cu 2+  Ni 2+ 

4 

Cu 2+ 

10*5  M 

7.7 

1  0.26 

0.13 

5 

Cu 2+ ,Co 2+ 

1 0 5  M 

25.8 

1  0.96 

0.01 

6 

Cu 2+ 

­ 

­ 

1  0.06 

0 

7 

Cu 2 + 

­ 

1

0 

0 

-•
®­

s®/

>  E  o 

Glycine  (130  ul) 

ul;  coil  length  and  diameter,  S­Mj:  38  cm  x  0.5  mm i . d . ,  Mj­lV^:  90  cm  x  0.5mm  i . d . ,  M2­D:  30  cm  x  0.5  mm  i.d.  Flow Jtitration  of  metals  or  ligands  A  cuprie  ion­selective  electrode  and  a  cuprie  ion  buffer  were  used  for  determination  of  various  kinds  of  metals.  Nitrilotriacetic  acid(NTA)  was  used  as  the  ligand  of  the  cuprie  ion  buffer.  An  addition  of  a  different  metal  ion  M from  the  cuprie  ion  to  the  buffer  stream  results  in  increase  of  the  free  cuprie  ion  concentration.  The  cuprie  ion­selective  electrode  detects  the  increase  of  the  free  cuprie  ion  concentration,  which  leads  to  the  determination  of  the  sample  metal  M.  An  example  is  shown  in  Figure  6.  By  this  method,  cadmium  and  other  several  heavy  metal  ions  were  determined  with  almost  the  same  sensitivity  [13].  When  triethylenetetramine  (trien)  is  used  for  the  ligand,  different  slopes  of.  calibration  curves  were  observed  for  different  sample  ions.  This  is  understood  by  considering  a  very  high  stability  constant  of  the  Cu­trien  complex,  compared  to  the  complexes 

158 zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFEDCBA

of  other  metals  with  trien.  The  high  stability  constant  of  the  Cu  complex  brings  about  a  contribution  of  another  ion  M to  the  electrode  potential. 

5.0  x  10~3 M ZnCNOg^ 

1x10"* M NTA 

> 

E 

ml/min 

Figure  6  Flow  diagram  for  analysis  of  metal  ions  M +  and  calibration  peaks  for  zinc  ion.  Sample  volume,  100 jul,  coil  length  and  diameter,  S­M:  20  cm  x  0.5  mm i . d . ,  M­D:  235  cm  x  0.5  mm  i.d.  2+  2+  2+  Separate  determination  of  mixed  metals  (Cu  ,  Zn  ,  Ni  etc.)  was  possible  by  a  combination  of  chromatographic  separation  of  metals  with  the  proposed  flow  method.  Determination  of  calcium  in  the  presence  of  magnesium  was  performed  by  use  of  a  combination  of  the  Cu­EGTA  (ethyleneglycol­ bis­diaminoethylether­N,N­tetra  acetic  acid)  buffer  with  the  cupric  ion­sensitive  electrode  as  shown  in  Figure  7. 

159  6.0x10° M C»(NOj),  ml/min  5.0x 10*2  M  EGTA ­  5.0x 10"2 M Cu EGTA 

zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUT

zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJ

Figure  7  Flow  diagram  for  selective  analysis  of  calcium  ion  and  calibration  peaks  for  calcium  ion  in  the  presence  of  magnesium  ion.  Sample  volume,  160 Ail,  coil  length  and  diameter,  S­M:  40  cm  x  0.5  mm i . d . ,  M­D:  70  cm  x  0.5  mm  i.d.  Determination  of  water  hardness  (total  concentration  of  calcium  and  magnesium)  was  successfully  conducted  by  use  of  the  Cu­EDTA  buffer  adjusted  at  pH  9­10  as  shown  in  Figure  8.  5.0x10" s M  Ca(N0 3 ^  6.0x10T5  M Mg(N03>2 

1.0x10 ~*MEDTA  Buffer  sola  L 5.0x10' 5 MCu(NO 3 ) 2  (09|  (PH:8.9) 

ml/min  C a 2 > Q 2 +  (200 ul) 

10  mln. 

Figure  8  Flow  diagram  for  analysis  of  calcium  and  magnesium  ions  and  calibration  peaks  for  calcium  and  magnesium  ions.  Sample  volume,  200 Ad,  coil  length  and  diameter,  S­M:  45  cm  x  0.5  mm i . d . ,  M­D:  380  cm  x  0.5  mm  i.d. 

160 zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFEDCBA Flow  titrations  of  oxidative  or  reductive  chemical  species  The  Fe(II)­Fe(III),  Ce(III)­Ce(IV)  or  another  potential  buffer  system  could  be  used  as  redox  potential  buffers  with  an  oxidation­reduction  potential  electrode  (ORP  electrode)  for  redox  titration.  Determinations  of  dichromate,  hydrogen  peroxide  and  L­ascorbic  acid  were  performed  by  using  the  redox  potential  buffer  Fe(II)­Fe(III).  Determination  of  concentrated  aqueous  solution  of  hydrogen  peroxide  is  shown  in  Figure  9.  9.86MHP2 

7*1 

5.93  0.40  M Fe(ll)  ­  0.40  M Fe(lll)  I ^ |  2.0  M H2S04 

a97 

co 

1.98  ORP  electrode 

ml/min 

ii  1IL 

IW zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZ

ul,  coil  length  and  diameter,  S­M:  40  cm  x  0.5  mm i . d . ,  M­D:  235  cm  x  0.5  mm  i.d.  The  buffer  Fe(II)­Fe(III)  is  of  relatively  weak  oxidizing  power  and  showed  no  reaction  with  hydroxylamine  and  hydrazine.  The  more  powerful  buffer,  Ce(III)­Ce(IV),  was  effective  for  these  samples. 

161 zyxwvutsrqpo

As  shown  in  Figures  10  and  11,  highly  sensitive  determinations  of  bromate  and  residual  chlorine  were  achieved  by  using  the  Fe(II)­ Fe(III)  redox  potential  buffer  containing  NaBr  and  NaCl,  respectively. 

6  x  10"6M  zyxwvutsrq 0.01M Fe 3 + - 0.01M Fe 2 +

U l 

ml  /  mln 

Figure  10  Flow  diagram  for  analysis  of  bromate  and  calibration  peaks  for  bromate.  Sample  volume,  140zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJ ml,  coil  length  and  diameter,  S­M:  50  cm  x  0.5  mm i . d . ,  M­D  (R.T.)  :  160  cm  x  0.5  mm  i.d.  8  X  10""  M  zyxwvutsrqponm 3+ 2+  0.7  0.01  M Fe  ­  0.01  M Fe 0.3  M KCI  0.5  M H 2 S0 4 

p 

0.7 

ml/min 

S 

 

1  x  10"6  M 

R.T.  ORP  electrode 

t 

Residual chlorine 

Figure  11  Flow  diagram  for  analysis  of  residual  chlorine  and  calibration  peaks  for  residual  chlorine.  Sample  volume,  140 jul,  coil  length  and  diameter,  S­M:  50  cm  x  0.5  mm i . d . ,  M­D(R.T.):90  cm  x  0.5  mm  i.d. 

162 zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFEDCBA

In  these  analyses,  large  and  transient  potential  changes  due  to  intermediates  produced  by  the  reaction  of  the  sample  with  the  buffer  are  used  for  detection  [14,  19].  3­  4­ The  Fe(CN) 6  ­  Fe(CN) 6  potential  buffer  was  used  for  determination  of  reducing  sugars  such  as  glucose  [17]  and  maltose  [15],  as  shown  in  Figure  12. 

1  x 10'4M CFe(CN)633'  1  x l(f 4M  CFe(CN)6]4"  zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQP !r"85Xf]r25t! zyxwvutsrqponmlkjihgfedcb

LR:C,JlCCj  ml/min  t  Reducing  sugar  2.0  x  10~5 M 

1.5  x  1  P  +  M n+  >  M (n + 1) +  + 

(1)  (2)  Q 

( 3 ) 

where  Red  and  Ox  are  the  reactants  of  a  redox  reaction  and  P  and  Q 

235 zyxwvutsrqpo

are  the  reaction  products.  When  an  ion  M^n+  ^+  acts  as  a  catalyst,  this  ion  accelerates  the  formation  of  the  products  and  is  reduced  to  a  lower  valent  Mn  .  If  Mn  produced  is  oxidised  again  to  M^nzyxwvutsrqponmlkjihgf '  by  reaction  (3),  the  oxidation  of  Red  to  P  is  catalyzed  by  a  minute  amount  of  M*n+  ' + .  (If  Mn+  produced  by  reaction  (2)  remains  unchanged  during  the  reaction,  the  formation  of  P  should  be  terminated  stoichiometrically  sooner  or  later  by  the  consumption  of  + n+ M (n+  ) )  I t  i s  jjgQ  t r u e  £ r o m  reaction  (3)  that  M   can  be  determined  as  well  as  NT  ,  being  oxidised  by  the  oxidant  Ox.  The  role  of  the  oxidant  Ox  is  to  cycle  the  catalyst,  and  H„0 2 ,  C10„  .  IO­  and  dissolved  0«  are  generally  used  for  the  catalytic  procedures  using  the  redox  reactions.  Although  these  oxidants  could  be  oxidised  Red  (usually  organic  compounds)  to  P,  the  rate  of  oxidation  of  Red  is  very  slow,  while  the  oxidation  of  Mn+  to  MTn '  is  very  fast.  The  possibility  for  further  increase  in  sensitivity  of  the  catalytic  reaction  is  the  application  of  activators.  By  definition  an  activator  for  a  catalytic  reaction  does  not  catalyze  the  indicator  reaction  (reaction  (1)),  but  increases  its  rate  in  the  presence  of  a  catalyst  [ 4 ] .  Some  examples  of  activators  used  in  the  catalytic  methods  are  listed  in  Table  I.  This  paper  describes  the  catalytic  determinations  of  copper(II)  [14],  chromium (III)  [15]  and  manganese(II)  [8]  by  the  oxidative  coupling  reaction  of  3­methyl­2­benzothiazolinone  hydrazone  (MBTH)  with  N,  N­dimethylaniline  (DMA),  on  the  basis  of  this  principle.  Principle  of  the  Methods  In  the  presence  of  the  oxidizing  agents  such  as  H 2 0 2  and/or  dissolved  O^,  MBTH  reacts  with  DMA  to  form  3­methyl­2­ benzothiazolinone  4­ (dimethylamino)phenylhydrazone,  which  is  probably  oxidized  to  a  blue­violet  dye,  4­(3­methyl­2­ benzothiazolidenehydrazone)  ­2,5­cyclohexadiene­l­yledenedimethy­ lammonium.  The  dye  has  an  absorption  maximum  at  590  nm  in  an 

236 zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFEDCBA alkaline  solution.  The  coloration  of  MBTH  with  DMA  is  catalyzed  by  trace  amounts  of  copper,  chromium  and  maganese,  respectively.  Table  I 

Activators  Used  in  the  Catalytic  Methods  of  Analysis  zyxwvuts

Activator

Catalyst

Reaction System

Ref.

Sulfosalycilic

V(IV,V)

AA - DMA - BrO -

5

acid o-Phenanthroline

2,2' -Bipyridine

Mn(II)

I0

4"

6 7

MBTH - DMA - 0 2

8

9

Fe(II,III)

p-Anisidine - DMA

Mn(II)

Tiron - H 2 0 2

7

MBTH - DMA - 0 2

8

Cu(II)

MBTH - DMA - H O

Acetic Acid

Fe(II,III)

Tiron

Co(II)

Ammonia

Cu(II)

EDTA

Sulfanilic acid Tiron - H 2 0 2

Cr(III)

-H2°2

10 PPDA - DMA - H 2 0 11 12 PPDA - H 2 0 2 13 PPDA - DMA zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXW - HO

MBTH - DMA - H O

14

MBTH - DMA - H ^

15

AA  :  4­aminoantipyrine,  DMA  :  N,N­dimethylaniline,  Tiron  :  l,2­dihydroxybenzene­3,  5­disulfonic  acid,  PPDA  :  N­phenyl­p­phenylenediamine,  MBTH  :  3­methyl­2­benzothiazolinone  hydrazone.  In  the  copper  catalyzed  reaction,  the  divalent  copper  Cu(II)  acts  as  a  catalyst  and  the  reduced  copper  Cu(I)  produced  during  the  redox  reaction  is  oxidized  again  to  Cu(II)  by  hydrogen  peroxide.  As  a  result  of  the  regeneration  of  Cu(II),  the  rate  of  coloration  increases  catalytically  with  increasing  concentration  of  copper.  The  coloration  is  also  catalyzed  by  Cr(III)  in  the  presence  of  hydrogen  peroxide  and  ethylenediamine­N,N,N ? ,N f ­tetraacetic  acid  (EDTA)  as  an 

237 zyxwvutsrqpo

activator.  In  this  case,  the  Cr(III)­EDTA  complex  is  thought  to  be  a  very  effective  catalytic  species,  because  the  complex  catalyzes  the  decomposition  of  hydrogen  peroxide  [16,  17].  The  rate  of  coloration  by  dissolved  oxygen  is  accelerated  by  trace  amount  of  manganese  in  an  alkaline  solution.  The  manganese­catalyzed  reaction  does  not  occur  when  dissolved  oxygen  is  replaced  by  nitrogen  gas.  According  to  the  literature  [18,  19],  the  catalytic  reaction  of  manganese  on  a  redox  reaction  involves  the  oxidation  of  Mn(II)  to  Mn(III)  and/or  Mn(IV)  by  dissolved  oxygen  in  the  alkaline  solution.  However,  the  main  species  of  oxidized  manganese  seems  to  be  Mn(IV)  under  the  experimental  conditions.  Thus  the  reaction  steps  of  the  system  probably:  MBTH  MBTH  Mn(II) 

+  DMA  +  0 2  »  P  (4)  +  DMA  +  Mn(IV)  > P  +  Mn(II)  (5)  +  0 2zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHGFEDCBA >  Mn(IV)  (6) 

where  P  is  the  blue­violet  dye.  Reaction  (5)  is  much  faster  than  reaction  (4).  Mn(II)  produced  by  reaction  (5)  is  oxidized  again  to  Mn(IV)  by  reaction  (6)  and  it  accelerates  the  formation  of  P.  Determination  of  Copper[141  Experimental  Procedure  To  20  ­  25  ml  of  a  sample  solution  ( ^ 

^ f o C O " 

001  400 

500 

Temperature  IK I 

500 

Temperature  [ K ] 

Figure  4  (a,  b)  Temperature  dependence  of  the  concentrations  of  surface  species  observed  during  the  decomposition  of  CH3OH  on  a  Ru  surface  (c)  for  comparison:  temperature  programmed  desorption  spectroscopy[9]  shows  that  CO  desorbs  thermally  at  the  same  temperature  as  peak  maxima  of  CO+  in  Figure  4b. 

293 zyxwvutsrqpo

3.2  VARIATION  OF  REACTION  TIME:  CHD2OH/RHODIUM  zyxwvutsrqponmlkjihgfedc Figure  5  shows  the  results  of  varying  the  reaction  time.  A  steady  electrical  field  of  5  V/nm  was  applied  during  these  measurements.  Methyl­d 2  alcohol,  CHD2OH  (MSD  Isotopes,  98.6  atom%D),  was  used  and  the  rhodium  emitter  was  kept  at  room  temperature.  The  surface  concentrations  of  the  different  species  built  up  in  the  reaction  time  t R  are  plotted  as  a  function  of  t R . 

02 

0.5 

1 

2 

reaction  time  [ ms.  Figure  5 

Dependence  of  the  ion  intensities  with  reaction  time.  F D  = 24  V/nm,  F R  =  5  V/nm,  F n  = 29  v/nm,  T  = 298  K,  p  =  1.3  x  10  Pa 

294  Different  time  dependencies  are  exhibited  by  the  various  ions.  For  100  MS  /  zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQPONMLKJIHG

O)

3  10°  o  o  " * 

1 

.2  10"1  Z3

s / \ 

o» 

CH30 

o

c  o  o 

, 

£  10'3  c  c  o  u

^ 0 H 2 

/  4 

  10"

01 

ja  c_ 

3 10"5 

/ 

" / /

^ ­ * * 

  ^Z^ SS^ Ss^ //  V ^ O ^ 

/

I 

C0H 

Ss

10"6 

0.1 

10  time  (ms) 

100 

1000 

Figure  6:  Numerically  calculated  curve  when  there  i s  no  1  , .  _zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZY MM  ­ 1  400  s  blocking  of  s i t e s .  zyxwvutsrqponmlkjihgfedcbaZYXWVUTSRQP k,  =  10  s  ­1  1 0  s  k Q  = 50000 s" , k. = 80000 s"  4 u 3    ­5 Pressure  =  1.3  x  10  Pa,  number  of  sites  =  100 

296  With  the  used  set  of  rate  constants,  CHLO  and  CHLO  increase  linearly  with  time  whereas  the  CO  concentration  initially  shows  a  quadratic  time  dependence.  The  quadratic  time  dependence  of  the  final  product  only  occurs  if  k^k^  is  more  than  100.  At  longer  times,  the  quadratic  dependence  changes  over  to  a  linear  dependence.  The  pressure  used  in  this  computation  is  1.3x10"  Pa  so  that  a  monolayer  coverage  would  be  attained  only  after  10  s.  Therefore,  saturation  of  the  surface  is  not  observed.  The  computed  curves  fit  quite  well  with  the  experimental  results  MS £  t R